Інформація призначена тільки для фахівців сфери охорони здоров'я, осіб,
які мають вищу або середню спеціальну медичну освіту.


Підтвердіть, що Ви є фахівцем у сфері охорони здоров'я.

 

International neurological journal 8 (30) 2009

Back to issue

Механизмы формирования ишемической нейродеструкции: соотношение оксида азота и тиол-дисульфидной системы как фактор, определяющий судьбу нейрона

Authors: Беленичев И.Ф., Павлов С.В., Бухтиярова Н.В., Запорожский государственный медицинский университет

Categories: Neurology

print version

Понимание механизмов гибели нейрона при различных заболеваниях ЦНС и их фармакологическая регуляция является одной из центральных проблем современной нейрофармакологии и интенсивно изучается сейчас во всем мире [1]. Несмотря на интенсивность исследований в этой области и определенные успехи, актуальность данной проблемы не снижается, поскольку нейродеструктивные патологии ЦНС занимают ведущее место в структуре инвалидизации и смертности населения развитых стран. Согласно современным представлениям, нейродеструкция ишемического генеза сопровождается развитием сложных патобиохимических каскадов в нейроне — нарушением энергетического метаболизма, развитием трансмиттерного аутокоидоза, формирование стойкой митохондриальной дисфункции, сопровождающейся гиперпродукцией активных форм кислорода (АФК) и оксида азота (NO) в «паразитарных» реакциях и экспрессией проапоптических белков [2, 3]. Известно, что запуск программы, ведущей к смерти нейрона, может осуществляться цитокинами, гормонами, АФК, дериватами NO, окисленными тиолами, продуктами окислительной модификации белков и нуклеиновых кислот. При действии подобных факторов на клетку в ней запускается множество сигнальных путей, ведущих к нейтрализации последствий их отрицательного воздействия или, в случае непоправимого ущерба, к элиминации клетки.

Такая элиминация поврежденных клеток происходит по пути апоптоза или программированной клеточной гибели. В развитии апоптотического процесса участвует множество сигнальных молекул, многие из которых регулируют и другие важные функции организма. К наиболее изученным факторам, способным запускать в нейроне апо­птотическую программу, относится оксид азота — одна из ключевых сигнальных молекул, регулирующих функции сердечно­сосудистой, нервной и иммунной систем организма. Уникальная химическая природа и большое число внутриклеточных мишеней для NO и его физиологически активных окислительно­восстановительных форм оставляют открытым вопрос, каким образом и сколь специфично опосредуется повреждающее действие оксида азота на нейрон в условиях ишемии. В многочисленных работах было показано непосредственное участие NO в процессе деструкции нейрона при ишемии при назначении животным с острыми нарушениями мозгового кровообращения (ОНМК) селективных ингибиторов нейрональной и индуцибельной изоформ NOS, а также в опытах на животных с дефицитом гена, кодирующего iNOS.

Получены данные о возрастании концентрации NO в мозге животных как с фокальной, так и с глобальной ишемией [4, 5]. Концентрация NO начинает увеличиваться с первых минут ишемии, достигая максимума на 1­е — 3­и сутки. Измерение активности NOS показало резкое увеличение активности этого фермента как в очаге ишемии, так и в пенумбре, однако без учета принадлежности к определенному типу NOS. Участие NO в повреждении и гибели нейрона имеет свою специфику и определяется изоформами NOS, а также видом и стадией развития инсульта. В начальном периоде ишемии превалирует экспрессия конституционной кальцийзависимой NOS, обусловленной трансмиттерным аутокоидозом. Продукция NO на этом этапе не является фактором, непосредственно определяющим гибель нейрона. На этом этапе NO участвует в косвенных механизмах гибели нейрона — активации фосфолипаз, усилении образования гидроксил­радикала, модуляции активности NMDA­рецепторов. Начиная с 7–14­х суток при глобальной ишемии и с 1–3­х суток при фокальной ишемии, т.е. в отсроченном постишемическом периоде регистрируется гиперпродукция NO при участии индуцибельной NOS­активированной глии, макрофагов и нейтрофилов. Отсроченный характер экспрессии индуцибельной NOS связан с более поздними сроками появления активированной астро­ и макроглии и клеток воспаления. При фокальной ишемии вышеобозначенные клетки — продуценты NO — находятся в пенумбре, а при глобальной ишемии — в наиболее чувствительных к дефициту кислорода структурах. Кроме NO­синтаз источником NO в организме теплокровных являются нитрат/нитритредуктазы, способные восстанавливать нитраты и нитриты. Нитроредуктазной активностью обладают глиоциты и тимоциты.

Показано, что ксантиноксидаза обладает свойствами восстанавливать нитраты и нитриты до NО, однако роль этой системы в развитии нейродеструкции не изучена. Сейчас идет активное изучение мишеней оксида азота и выяснение вопроса, является ли NO достаточно цитотоксичным, или же более активны его дериваты [5–8]. Известно, что NO в клетках­мишенях образует активные дериваты, такие как нитрозоний (NO+), нитроксил (NO) и пероксинитрит (ONOO). Исследованиями последних лет установлено, что NO, и особенно продукты его превращения, такие как перо­ксинитрит (ОNOO), ион нитрозония (NO+), нитро­ксил (NO) и диазоттриоксид (N2O3), являются основними факторами реализации нитрозирующего стресса, в результате которого происходит прямое взаимодействие NO с металлами (гемовое железо гемоглобина, миоглобина, железосодержащих энзимов, а также негемовое железо железосерных белков и ДНК, медь и цинк активних центров ферментов), а также непрямое взаимодействие NO+ (S­,N­,O­нитрозирование) с тиольными, фенольными, гидроксильными и аминогруппами белков и ДНК. Подобное взаимодействие приводит к десенситации рецепторов, угнетению активности митохондриальных ферментов и фрагментации нуклеиновых кислот. Так, NO, обратимо связываясь с Fe3+ активного центра каталазы, значительно ингибирует ее как в начальном периоде ишемии, так и в постишемическом периоде фокальной ишемии мозга. Избыток NO угнетает гемовые ферменты электронно­транспортной цепи митохондрий. Значительные количества NO, наблюдаемые в постишемический период, могут взаимодействовать с гемовым железом и парными тиольными группами, образуя динитрозольный комплекс железа (DNIC).

DNIC в отличие от NO является более сильным нитрозилирующим агентом, взаимодействует с тиолами белков, гистидином, аспартатом, глутамином, метионином, цистеином, глутатионом и образует N­ и S­нитрозотиолы. DNIC в условиях ишемии подвергает необратимому нитрозилированию железосерные кластеры митохондриальных белков (НАДН­убихинон оксиредуктаза, сукцинат­убихинон оксиредуктаза, цисаконитаза), тем самым участвуя в формировании митохондриальной дисфункции [4, 9–12]. Нашими исследованиями установлено, что DNIC значительно подавляет активность СОД, а также активность ферментов, регулирующих тиол­дисульфидное равновесие в клетке, — глутатионредуктазы, глутатион­S­трансферазы и глутатионпероксидазы в суспензии нейронов (рис. 1).

Смещение тиол­дисульфидной системы происходит за счет снижения ее восстановленных интермедиатов, значительно снижается уровень митохондриального глутатиона. В физиологических условиях образование DNIC способствует депонированию и транспортировке NO, повышая его биодоступность и препятствуя образованию пероксинитрита. Однако в условиях ишемического повреждения мозга, при гиперпродукции NO, DNIC играет сугубо отрицательную роль в процессе нейродеструкции [7, 9].

NO+ является мощным нитрозилирующим агентом, мишенями которого могут быть нуклеофильные группы активных тиолов, амины, карбоксилы, гидроксилы и ароматические кольца. NO+ образуется из избытка NO при участии двухвалентного железа и кислорода. NO обладает восстановительными свойствами, оказывает позитивное инотропное, лузитропное действие на миокард, снижает порог судорожной готовности. При ишемии NO в условиях развивающегося лактат­ацидоза проявляются прооксидантные свойства этого деривата NO по отношению к тиолам и аминам. Получены данные in vitro, что внесение в суспензию нейронов донатора NO соли Ангели снижает содержание глутатиона. Также с помощью соли Ангели было установлено, что NO нарушает электрическую активность нейронов, угнетает активность натриевых каналов. По всей видимости, разнонаправленность NO связана с его концентрацией, повышение которой приводит к образованию токсичного нитрит­аниона. N2O3, являясь источником NO+, проявляет свойства сильного нитрозилирующего агента, взаимодействует с алифатическими и ароматическими аминами и образует N­нитроамины. Нитроамины, а именно продукты их превращения под действием Р450 (ион диазония и формальдегид), являются факторами, алкилирующими нуклеиновые кислоты, дезаминирующие пурины, угнетают О6­метилгуанин­ДНК­метилтрансферазу, увеличивают образование 8­гидроксигуанина. N2O3 взаимодействует с цистеином с образованием S­нитрозоцистеина и с глутатионом с образованием S­нитроглутатиона. S­нитроглутатион является основной транспортной молекулой переноса NO [13–16]. Некоторыми исследованиями установлено, что транспорт NO происходит с образованием N2O3, который затем нитрозилирует тиолы. Затем при участии дисульфид­изомеразы высвобождается NO [17–18]. Существует еще механизм высвобождения NO из S­нитрозоглутатиона при участии глутамилтранспептидазы с образованием S­нитрозоцистеинилглицина, из которого высвобождается NO. В транспорте S­нитрозоглутатиона принимает участие цистин, который восстанавливается до цистеина, а последний, реагируя с S­нитрозоглутатионом, образует S­цистеин. S­цистеин участвует в быстрой передачи нейронов, формируя адаптационные реакции нейрона на ишемию. Данные реакции контролируются глутатионредуктазой и глутатионтрансферазой. При ингибировании этих ферментов в условиях ишемии происходит окислительная модификация низкомолекулярных тиолов, образование гомоцистеина и, как следствие, нарушение транспорта NO с образованием его цитотоксических дериватов, еще более усиливающих окисление тиолов. Наличие в нейроне достаточно активной тиольной антиоксидантной системы, способной регулировать транспорт NO, обеспечивает и устойчивость клетки к нитрозирующему стрессу — наиболее раннему нейродеструктивному механизму в условиях ишемии. Известно, что в первые минуты ишемии мозга NO (макрофагальный или экзогенный) ингибирует окислительное фосфорилирование в митохондриях клеток­мишеней за счет обратимого связывания с цитохром­С­оксидазой митохондрии. Подавление электронного транспорта в митохондрии приводит к генерации супероксида и, как следствие, образованию ОNOО. Синтез пероксинитрита наблюдается в клетках с высокой активностью NO­синтазы и ферментов, продуцирующих АФК (ксантиноксидаза, НАДН­оксиредуктаза, циклоокисгеназа, липоксигеназа, ферменты электронно­транспортной цепи). Последними исследованиями установлено, что на начальных стадиях ишемии уровень пероксинитрита может снижаться посредством митохондриальной нитроредуктазы, которая восстанавливает его с помощью НАДФН и НАДН в NO. Мишенями окислительной и нитрозирующей атаки пероксинитрита являются тиолы, СО2, металлопротеиды, нуклеиновые кислоты, метаболитотропные трансмиттеры и липиды [2, 4, 19]. Пероксинитрит, являясь относительно стойким соединением, при смещении рН в кислую сторону быстро протонируется с образованием основного продукта — нитрат­аниона, а также гидроксил­радикала и диоксида азота, что обусловливает его окислительные свойства. По­этому на начальных стадиях ишемии пероксинитрит взаимодействует с тиолами по типу нитрозилирования, в результате чего образуются нитрозотиолы; в дальнейшем при прогрессировании процесса и проявлении лактат­ацидоза взаимодействие происходит по типу окисления с образованием более стойких дисульфидов. Эти реакции вносят существенный вклад в механизмы нейродеструкции посредством смещения тиол­дисульфидной системы в сторону окисленных тиольных соединений, снижения восстановительного потенциала клетки, нарушения экспрессии генов за счет необратимого окисления цистеиновых остатков редоксзависимых доменов, разобщения МАР­киназного каскада. Пероксинитрит тормозит активность взаимодействующих метаболических циклов метионина и цистеина, подавляя ключевые ферменты, регулирующие уровень цистеина, и повышая образование гомоцистеина. Пероксинитрит реагирует и с метаболитотропным трансмиттером СО2, образуя сильный нитрозилирующий агент — нитрозопероксикарбонат. Важным механизмом нейротоксического действия пероксинитрита является его реакция с тиозином и образование нитротирозина. Пероксинитрит значительно угнетает активность Cu­Zn­СОД и Mn­СОД посредством нитрования ее 34­го тирозинового остатка, а также связывания с медью и изменения ее валентности. Пероксинитрит является специфическим агентом, необратимо угнетающим митохондриальное дыхание при ишемии, непосредственно взаимодействуя с железом активных центров ключевых энзимов, а также нитрозируя по S­, N­, O­элементам тиольные, фенольные, гидроксильные и аминогруппы белковой части этих энзимов, а при более выраженном проявлении нитрозирующего стресса необратимо окисляя их. Подавление митохондриального дыхания приводит к снижению заряда митохондрий, что может инициировать апоптический процесс, а при отсутствии глюкозы — некроз [4, 7, 12, 20]. Имеются данные и о прямой активации открытия гигантской поры оксидом азота, приводящей к выходу цитохрома С и запуску каспазного каскада. Эти данные получены при воздействии на митохондрии таких цитотоксических дериватов NO, как пероксинитрит и ион нитрозония, в механизме которых лежит модификация тиольных белков митохондриальной поры. NO и его дериваты могут вызывать перекисное окисление фосфолипидов. Так, под действием цитотоксических дериватов NO и гидроксил­радикала происходит открытие митохондриальных пор, экспрессией и выходом в цитозоль проапоптических белков. Открытие пор происходит за счет окисления или нитрозилирования тиольных групп цистеинзависимого участка белка внутренней мембраны митохондрий (АТФ/АДФ­антипортер), что превращает его в проницаемый неспецифический канал­пору. Открытие пор превращает митохондрии из «электростанций» в «топку» субстратов окисления без образования АТФ [21, 22]. Известно, что нарушение кислородного режима тканей, трансмиттерный аутокоидоз, нарушение аккумуляции Са2+ митохондриями, повреждение мембраны митохондрий АФК и NO усиливает открытие пор и высвобождение апоптогенных белков из поврежденных митохондрий. Митохондриальная пора представляет собой канал, проходящий через обе митохондриальные мембраны и состоящий из трех белков: транслокатора адениновых нуклеотидов, потенциалзависимого анионного канала (порина) и бензодиазепинового рецептора. Когда этот комплекс связывается с Са2+, через мембранную пору могут проходить вещества с небольшой молекулярной массой. Это приводит к снижению мембранного потенциала и набуханию матрикса, целостность внешней мембраны неизбежно нарушается, и из межмембранного пространства в цитоплазму выходят белки апоптоза. Нитрозилирование белков по остаткам тирозина, осуществляемое ONOO, может иметь серьезные функциональные последствия, так как оно подавляет фосфорилирование тирозина, то есть нарушает некоторые пути передачи сигнала в клетке [21]. Пероксинитрит может нитрозилировать и цитохром С в митохондриях, что приводит к изменению его функций, в частности, он становится неспособен поддерживать перенос электронов в дыхательной цепи и не восстанавливается аскорбатом [5, 6, 16]. Поскольку одновременно происходит выход цитохрома С (в том числе и нитрованного) в цитоплазму, то можно предполагать участие такого нитрозилирования и в каких­то сигнальных процессах. Пероксинитрит приводит к нитрозилированию гуанина и разрыву цепочек ДНК. В отношении повреждений генома известен еще один эффект NO: его дериваты с супероксидрадикалом ингибируют ферменты, ответственные за репарацию ДНК. В зависимости от источника (разные доноры NO) показано действие NO на алкилтрансферазу, формамидопиримидин­ДНК­гликозилазу и лигазу. NO повышает активность PARP в клетках Беца и ADP­рибозилирование при глобальной ишемии, возможно, вследствие разрывов ДНК, но это скорее приводит к некрозу из­за истощения пула NAD и ATP. В связи с действием NO и его производных на ДНК интересны данные о его влиянии на экспрессию р53. Белок р53, подавляющий рост опухолей, поддерживает целостность генома и может вызывать остановку клеточного цикла, или апоптоз. Известно, что р53 может индуцировать экспрессию Bax, Fas, p53AIP (apoptosis inducing protein) и других апоптогенных белков, а также сам перемещается в митохондрию при апоптозе, что может быть одной из причин выработки АФК и снижения заряда митохондрий. В норме концентрация р53 в нейроне очень мала, и он быстро деградирует. Повреждение ДНК ведет к накоплению р53. В экспериментах на культуре грушевидных нейронов мозжечка выявлено накопление р53 при гибели клеток, вызванной избытком донатора NO, — нитропруссида натрия. Интересны данные о совместном участии в его регуляции гибели нейрона митохондрии и NO при ишемии мозга. Сделано заключение, что Bcl­2 работает посредством снижения до нуля NO­индуцированного повышения экспрессии белка Bax. Взаимодействие NO с членами суперсемейства Bcl­2 выражается также в том, что при действии оксида азота на клетку сильно понижается уровень внутриклеточного Bcl­2 белка, возможно, через каспаза­индуцированное расщепление или р53­зависимое подавление его экспрессии [23–25]. Проапоптотический эффект оксида азота выражается также в индуцируемом им повышении экспрессии апоптогенных белков Вах. В дополнение к описанным выше функциям митохондрий следует упомянуть последние исследования в этой области, показывающие, что митохондрия имеет отношение не только к восприятию апоптотического сигнала от NO, но и к производству самого NO. Действительно, в последних работах показано наличие конститутивной формы NOS в митохондриях. Было показано, что эта изоформа NOS локализована в митохондриальной мембране, судя по всему во внутренней. Оказалось, что мNOS очень схожа с макрофагальной iNOS, но экспрессируется конститутивно. Пока не ясно, считать ли мNOS отдельной изоформой, или это iNOS, содержащая посттрансляционные модификации, которые ведут к иной субклеточной локализации. Очищенная мNOS при дефиците L­аргинина способна продуцировать супероксидрадикал [23]. Логично предположить участие этой мNOS в регуляции апоптоза за счет влияния на тиол­дисульфидное равновесие белков митохондриальной поры как в реакции нитрозирования, так и окисления. Кроме того, получены данные о роли мNOS в регуляции уровня кальция в митохондрии. В норме мNOS препятствует поступлению избытка кальция в митохондрию, в условиях ишемии при повышении активности мNOS происходит повышение внутримитохондриального кальция и открытие митохондриальной поры. По всей видимости, на начальных стадиях ишемии эта реакция играет защитную роль, так как, регулируя кальцийзависимые механизмы открытия гигантской поры, мNOS способна активировать компенсаторные энергетические шунты [7, 11, 13]. В дальнейшем, особенно в постишемический период, нарастающая активность мNOS приводит к неконтролируемому открытию поры митохондрий и инициирует митоптоз. Кроме того, мNOS посредством выработки дозируемого уровня NO способна регулировать митохондриальное дыхание в норме и на начальных, компенсированных стадиях ишемии, модулируя активность цитохром­С­оксидазы, комплексы I и II электронно­транспортной цепи и уровень НАДФН, ФАД и коэнзима Q10, а также изменяя доступность О2 для акцептирования электронов. В дальнейшем роль мNOS меняется на кардинально противоположную — она участвует в активации «паразитарных» реакций образования АФК митохондриями. Особого внимания в расширении представлений о механизмах цитотоксичности NO и гибели нейронов заслуживает тиол­дисульфидная система. Интермедиаты тиол­дисульфидной системы обладают транспортными свойствами в отношении NO, тем самым повышая его биодоступность, кроме того, многие тиолы — глутатион, цистенин, метионин — способны значительно ограничивать цитотоксичность NO и его дериватов, увеличивая шанс нейрона выжить при ишемии [5, 9,18].

Нашими исследованиями было установлено, что внесение в супернатант, содержащий митохондрии мозга крыс, восстановленного глутатиона или цистеина на фоне присутствия в среде (50 мкМ) DNIC приводило к увеличению активности малатдегидрогеназы, повышению заряда митохондрии и снижению маркеров окислительной модификации белка — альдегидфенилгидразонов (АФГ) и кетонфенилгидразонов (КФГ) [26]. Другими исследованиями показано, что восстановленный глутатион в суспензии митохондрий мозга крыс ограничивал ингибирующее действие пероксинитрита in vitro на фосфорилирование белков с молекулярной массой 60, 45, 29, 22 и 19 кД и увеличивал содержание белка теплового шока HSP 70 [23].

Учитывая вышеизложенное, перспективным направлением современной нейропротекции является фармакологическая регуляция соотношения тиол­дисульфидной системы и оксида азота нейрона.

Среди большого арсенала нейропротективных средств особого внимания заслуживает новый отечественный нейропептидный препарат — Цереброкурин. Новым направлением в исследовании нейропептидов стало определение их роли в регуляции функциональной активности нейрона, апоптоза, генома клетки [27, 28].

Кроме того, определенный интерес представляет Тиотриазолин, который с успехом применяется в настоящее время в клинической практике [29, 30]. Наше внимание он привлек в связи с наличием в его химической структуре тиольной группы. В связи с этим интересным является исследование его активности при моделировании ишемического повреждения головного мозга и установление способности Тиотриазолина влиять на показатели тиол­дисульфидной и антиоксидантной систем, а также на процессы апоптической гибели нейрональной клетки.

Экспериментальные исследования на модели острого нарушения мозгового кровообращения (перевязка общих сонных артерий у белых беспородных крыс) показали, что Цереброкурин (0,01 мл/кг) и Тиотриазолин (50 мг/кг) на первые сутки ишемии способны ограничивать действие нитрозирующего стресса на нейрональную клетку, ингибируя образования нитрозотиолов, альдегидфенилгидразонов; уменьшая количество окисленного глутатиона, нормализуя активность глутатионтрансферазы (ГТ), глутатионпероксидазы (ГПР), а также снижая концентрацию в тканях головного мозга стабильных метаболитов NO и активность NO­синтазы в суспензии митохондрий (табл. 1).  Данные эффекты исследуемых препаратов обусловливают антиапоптическое действие на ранние сроки ишемии, что выражалось в снижении количества Hoechest­позитивно окрашенных нейронов (флюоресцентный краситель, избирательно окрашивающий апоптирующие нейроны) относительно контрольной группы (табл. 3, фото 1). Как видно из табл. 1, 3, Цереброкурин по исследуемым эффектам статистически достоверно превышает показатели Тиотриазолина.

 

У животных контрольной группы в отличие от животных, получавших Цереброкурин и Тиотриазолин, в гомогенате головного мозга в первые сутки ишемии регистрировалось значительное количество окисленных тиолов, глутатиона; снижение уровня активности ГТ и ГПР, а также значительное увеличение АФГ (табл. 1). Параллельно с биохимическими изменениями в головном мозге отмечались и морфологические, проявляющиеся увеличением по отношению к интакту количества апоптирующих и некротирующих нейронов, с преобладанием гибели клеток по типу апоптоза (табл. 2, рис. 1).

 

Биохимические исследования тканей головного мозга животных с ОНМК на 4­е сутки эксперимента показали более значительный по сравнению с 1­ми сутками прирост окисленных SH­групп и окисленного глутатиона, а также снижение активности ГП и ГПР. Кроме того, отмечалось увеличение в головном мозге кетонфенилгидразонов (КФГ) — более позднего маркера окислительной деструкции белков, образующегося в условиях окислительного и карбонильного стресса, а также стабильных метаболитов NO и NO­синтазы (табл. 2). Подобные нейробиохимические изменения на 4­е сутки эксперимента приводят к существенным функциональным необратимым изменениям в нейрональной клетки. За счет окисления тиольных групп цистеинзависимого участка белка внутренней мембраны митохондрии способствуют открытию гигантской поры митохондрий и ее ферментных систем, приводя к развитию стойкой митохондриальной дисфункции и, как следствие, к ее гибели [21]. Важно отметить, что на 4­е сутки ишемии преобладал некротический тип гибели нейрона (повышение количества этидиум бромида (ЭБ) — положительно окрашенных нейронов — избирательная окраска некротически измененных клеток), что связано с развитием митохондриальной дисфункции, истощением ее энергетических запасов, значительным накоплением окисленных тиолов.

Курсовое назначение Цереброкурина и Тиотриазолина (табл. 2) позволило в некоторой степени влиять на патологические процессы в головном мозге экспериментальных животных на 4­е сутки ишемии. Эффекты Цереброкурина и Тиотриазолина были однонаправленными и выражались в их способности снижать количество окисленных тиолов, КФГ и восстанавливать активность ГТ и ГПР, а также уменьшать содержание стабильных метаболитов NO и активность NO­синтазы. Исследуемые препараты снижали количество некротически измененных нейронов. Возможно, Цереброкурин и Тиотриазолин модулировали морфологический тип нейронов, переключая некротический тип гибели на апоптический (соотношение ЭБ­ и Hoecht­позитивных нейронов), который является оптимальным упорядоченным процессом прекращения жизнедеятельности деструктивно измененных нейронов, при котором стабилизируются клеточные мембраны, содержание клеток утилизируется путем образования апоптотических телец и их фагоцитоза, без развития воспалительной реакции. Механизм действия Цереброкурина, по всей видимости, связан с его способностью позитивным действием на геном клетки в условиях ишемии, в частности, увеличивая экспрессию глобального фактора транскрипции AP­1, усиливать синтез ключевых ферментов антиоксидантной защиты — каталазы и супер­­ оксиддисмутазы. Кроме того, по некоторым данным, которые согласуются с нашими предыдущими исследованиями [21], Цереброкурин модулирует активность митохондриальной NO­синтазы, ограничивая нитрозирующий стресс, регулируя открытие митохондриальной поры и, как следствие, уменьшая проявления митохондриальной дисфункции. Возможно, осуществляется и влияние на активность митохондриальной нитроредуктазы, ограничивающей образование пероксинитрита.

Механизм действия Тиотриазолина связан, как было отмечено выше, с наличием в его структуре тиольных групп, конкурирующих с SH­группами цистеинзависимого участка белка внутренней мембраны митохондрий за АФК и пероксинитрит, которые и образуют с последним стойкие комплексы. Это позволяет предотвратить открытие митохондриальной поры в условиях оксидативного и нитрозирующего стресса, обеспечивая тем самым его нейропротективный эффект.

Заключение

Соотношение оксида азота и тиол­дисульфидной системы является фактором, определяющим дальнейшую судьбу нейрона в условиях ишемии, а именно — тип его гибели. В условиях ишемических повреждений головного мозга в ранние сроки развивается нитрозирующий стресс, приводя к нитрозированию тиолов, изменяя тиол­дисульфидное равновесие белков митохондриальной поры. На этой стадии митохондриальная NO­синтаза играет защитную роль, регулируя клеточную гибель, переключая ее на более выгодный тип — апоптоз. Далее развивается оксидативный и карбонильный стресс, которые существенно смещают тиол­дисульфидное равновесие в стороны окисленных тиолов, развивается стойкая митохондриальная дисфункция с дефицитом энергетических запасов клетки, развитием аутокоидоза, изменением ответа генома, и, как следствие, клетка погибает по типу некроза.

Фармакологическая коррекция, направленная на ограничение нитрозирующего, оксидативного и карбонильного стрессов, позволяет снизить количество деструктивно измененных клеток, а также «переключить» тип гибели клетки с некроза на апоптоз.


Bibliography

 1. Iadecola C. Mechanisms of cerebral ischemic damage // Cerebral ischemia. — New Jersey: Humana Press, 1999. — P. 3-33.

2. Dhar-Mascareno M., Cacramo J.M. Hypoxia — reoxygenation — induced mitochondrial damage and apoptosis in humsn endothelial cells // Free Radic. Biol. Med. — 2005. — Vol. 38, № 10. — P. 1548-1554.
3. Бєленічев І.Ф., Губський Ю.І., Левицький Є.Л. та ін. Антиоксидантна система захисту організму (огляд літератури) // Совр. пробл. токсикол. — 2002. — № 3. — С. 24-31.
4. Соловьев А.И., Стефанов А.В. Фармакология и токсикология оксида азота: два лица одной и той же молекулы // Соврем. проблемы токсикологии. — 1998. — № 1. — C. 35-38.
5. Dimatteo M.A., Loweth A.C., Thomas S. Superoxide, nitric oxide, peroxynitrite and cytokine combinations all cause functional impairment and morpfological changes in rat islets of Langerhans and insulin secreting cell lines, but dictate cell death by different mechanisms // Apoptosis. — 1997. — № 2. — P. 164-169.
6. Carmody R.J., Cotter T.G. Signalling apoptosis a radical approach // Redox Rep. — 2001. — 6. — P. 77-90.
7. Atlante A. Glutamate neurotoxicity in rat cerebellar granule cells: a major role for xanthine oxidase in oxygen radical formation // J. Neurochem. — 1997. — Vol. 68, № 4. — P. 2038-2045.
8. Strick A.T., Hogg N., Thomas J.P. Nitric oxide donor compounds inhibit the toxicity of oxidized low-density lipoprotein to endothelian cells // FEBS Lett. — 1995. — 361. — P. 291-294.
9. Губский Ю.И., Беленичев И.Ф., Павлов С.В. и др. Токсикологические последствия окислительной модификации белков при различных патологических состояниях (обзор литературы) // Совр. пробл. токсикол. — 2005. — № 3. — С. 20-26.
10. Лю Б.Н. Кислородно-перекисная концепция апоптоза и возможные варианты его механизма // Усп. совр. биологии. — 2001. — Т. 121, № 5. — С. 488-501.
11. Kehrer J.P. Cause-effect of oxidative stress and apoptosis // Teratology. — 2000. — 62. — P. 235-246.
12. Gopalakrishna R., Jaken S. Protein kinase C signaling and oxidative stress // Free Radic. Biol. Med. — 2000. — 28. — 
P. 1349-1361.
13. Vanin A.F., Muller B., Alencar J.L. et al. Evidence that intrinsic iron but not intrinsic copper determines S-nitrosocysteine decomposition in buffer solution // Nitric Oxide. — 2002. — Vol. 7(3). — P. 194-209.
14. Sandstrom P.A., Tobbey P.W. Lipid hidroperoxides induce apoptosis in T cell displaying a HIV-associated glutatione peroxidase deficiency // J. Biol. Chem. — 1994. — 269. — P. 798-804.
15. Kishimoto J., Tsuchiya T., Emson P.C., Nakayama Y. Immobilization-induced stress activates neuronal nitric oxide synthase (nNOS) mRNA and protein in hypothalamic-pituitary-adrenal axis in rats // Brain Res. — 1996. — № 720. — P. 159-171.
16. Leza J.C., Salas E., Sawicki G. The effect of stress on homeostasis in JCR-LA-cprats: the role of nitric oxide // Pharmacol. Exp. Ther. — 1998. — № 286. — P. 1397-1403.
17. Rivier C. Role of nitric oxide and carbon monooxide in modulating the ACTH response to immune and nonimmune signals // Neuroimmunomodulation. — 1998. — № 5. — P. 203-213.
18. Armstead W.M. Nitric oxide contributes to opioid release from glia during hypoxia // Brain Res. — 1998. — № 813. — P. 398-401.
19. Vanin A.F., Muller B., Alencar J.L. et al. Evidence that intrinsic iron but not intrinsic copper determines S-nitrosocysteine decomposition in buffer solution // Nitric Oxide. — 2002. — Vol. 7(3). — P. 194-209.
20. Досенко В.Є., Загорій В.Ю., Мойбенко О.О. Патофізіологічні аспекти генетичного поліморфізму ендотеліальної NO-синтази // Фізіол. журнал. — 2002. — Т. 48, № 6. — С. 86-101.
21. Беленичев И.Ф., Колесник Ю.М., Павлов С.В., Абрамов А.В., Бухтиярова Н.В. Митохондриальная дисфункция при церебральной патологии. Нейропротекция Цереброкурином // Международный неврологический журнал. — 2008. — № 4(20). — С. 23-29.
22. Ховряков А.В., Кругляков П.П., Айрапетянц М.Г., Сосунов С.А. Влияние NO-синтазы на поведенческие и структурные изменения головного мозга при хроническом стрессе // Морфология. — 2002. — Т. 121, № 2–3. — С. 167.
23. Malyshev I.Yu., Malugin A.V., Golubeva L.Yu. et al. Nitric oxide donor induces HSP70 accumulation in the heart and in cultured cells // FEBS Leters. — 1996. — № 391. — P. 167-170.
24. Dobashi K., Pahan K., Chahal A., Singh I. Modulation of endogenous antioxidant enzymes by nitric oxide in rat C-6 glial cells // J. Neurochem. — 1997. — № 68. — P. 1806-1903.
25. Carmody R.J., Cotter T.G. Signalling apoptosis a radical approach // Redox Rep. — 2001. — 6. — P. 77-90.
26. Беленичев И.Ф., Черний В.И., Колесник Ю.М., Павлов С.В. и др. Рациональная нейропротекция — Донецк: Изд. дом «Заславский», 2009. — 261 с.
27. Черний В.И., Колесников А.Н., Городник Г.А., Островая Т.В., Чернявский Р.И. Ишемия головного мозга в медицине критических состояний. Нейропротекция (Патофизиология, терминология, характеристика препаратов): Метод. рек. — Киев, 2007. — 72 с.
28. Ена Л.М., Кузнецова С.М., Кузнецов В.Н. и др. Материалы экспериментальных и клинических испытаний препарата «Цереброкурин®». — Киев, 1997. — 115 с.
29. Беленичев И.Ф., Мазур И.А., Коваленко С.И Некоторые аспекты противоишемического действия тиотриазолина в условиях экспериментального нарушения мозгового кровообращения // Акт. питання фармац. та мед. науки і практ. – Запоріжжя. — 2002. — Випуск VIII. — С. 43-48.
30. Бєленічев І.Ф., Коваленко С.І., Дунаев В.В. Антиоксиданти: сучасне уявлення, перспективи створення // Ліки. — 2002. — № 1. — С. 25-29.

Back to issue