Інформація призначена тільки для фахівців сфери охорони здоров'я, осіб,
які мають вищу або середню спеціальну медичну освіту.

Підтвердіть, що Ви є фахівцем у сфері охорони здоров'я.

"News of medicine and pharmacy" Аллергология (280) 2009 (тематический номер)

Back to issue

Современные возможности терапии анаэробных инфекций

Authors: Д.В. Галкин, О.И. Кречикова, М.В. Сухорукова, А.В. Дехнич НИИ антимикробной химиотерапии СГМА, г. Смоленск, Россия

print version

Введение
Уникальной особенностью терапии анаэробных инфекций является то, что выбор антибактериальных препаратов (АБП) практически всегда бывает эмпирическим, поскольку большинство микробиологических лабораторий не выделяют анаэробные бактерии. Появление публикаций о неэффективности терапии в связи с отсутствием антианаэробной активности у АБП или резистентности к ним анаэробных бактерий, а также участившиеся сообщения о нозокомиальных вспышках псевдомембранозного колита, вызванного высоковирулентными токсигенными штаммами Clostridium difficile, вновь обратили внимание медицинского сообщества на анаэробных возбудителей инфекций [1–3]. Если раньше у врачей не возникало затруднений с выбором препарата для лечения анаэробных инфекций, то в настоящее время рост антибиотикорезистентности среди этой группы микроорганизмов является фактором, в значительной мере влияющим на выбор эмпирической антибактериальной терапии.
Известно, что анаэробные бактерии составляют основную часть нормальной микрофлоры кожи, слизистых оболочек и желудочно-кишечного тракта. Так, в толстом кишечнике соотношение анаэробов и бактерий семейства Enterobacteriaceae составляет 1000 к 1 [4].
В то же время анаэробы нередко вызывают тяжелые инфекции. Большинство этих инфекций эндогенной природы и развиваются, если ана­эробные бактерии — представители нормальной микрофлоры попадают в стерильные в норме локусы организма. Наиболее часто к развитию анаэробных инфекций приводит нарушение целостности кожи или слизистых, способствующее транслокации бактерий, реже анаэробные бактерии, вызывающие инфекцию, поступают извне (экзогенно). Классический пример последних — токсикогенные инфекции, такие как столбняк или ботулизм, а также вспышки нозокомиальных инфекций, вызванных C.difficile [5]. Важно также помнить, что анаэробные инфекции чаще являются полимикробными или вызываются смешанной анаэробно-аэробной микрофлорой.
К сожалению, до сих пор многие клиницисты, а зачастую и микробиологи имеют недостаточно знаний об анаэробах. Этому есть несколько объяснений, первое и, пожалуй, основное из которых то, что эта группа бактерий относится к «привередливым» микроорганизмам: для исследования клинических образцов необходимы специальное дорогостоящее оборудование (анаэробные камеры, пакеты и др.), а также специальные среды для транспортировки и последующей идентификации в микробиологической лаборатории. При работе с клиническим материалом и при подозрении на анаэробы следует помнить, что некоторые клинически значимые анаэробные бактерии требуют длительной (до 1 недели) инкубации. Во-вторых, большинство анаэробных инфекций вызываются смешанной аэробно-анаэробной микрофлорой. И наконец, эмпирическое назначение АБП широкого спектра активности, а также раннее адекватное хирургическое устранение источника инфекции способствуют редкому выделению анаэробов.

Эпидемиология анаэробных инфекций
Инфекции, вызванные анаэробами, встречаются достаточно часто. Например, до 10 % грамотрицательных микроорганизмов, выделенных из культур крови, относится к семейству Bacteroidaceae [1, 6–9]. Изучение эффективности антибактериальной терапии анаэробных инфекций в клинических исследованиях убедительно показало необходимость применения АБП с антианаэробным спектром активности для лечения аспирационной пневмонии, абсцессов легкого, инфекций брюшной полости и женской репродуктивной системы, некротических инфекций кожи и мягких тканей.
Как правило, при инфекциях анаэробы выделяются в составе смешанной культуры в ассоциации с аэробными бактериями или с другими анаэробами. Реже встречаются инфекции, вызванные только анаэробами, преимущественно клостридиями или грамотрицательными анаэробными палочками [6–8]. Клиническое значение анаэробов при смешанных инфекциях подтверждается неэффективностью терапии при назначении препаратов без анаэробного спектра активности [2, 10].
Анаэробные бактерии могут вызывать инфекции в любом органе или ткани человека (рис. 1). Известно несколько факторов, предрасполагающих к развитию анаэробных инфекций. Случайные повреждения или нарушения целостности кожных покровов и/или слизистых во время хирургического вмешательства приводят к колонизации анаэробами и в дальнейшем могут способствовать развитию инфекции. Нарушение поступления кислорода к тканям вследствие гемостаза, некрозы, имплантация инородных материалов, сахарный диабет, сопутствующие инфекции, вызванные аэробными бактериями, при сниже-
нии окислительно-восстановительно-го потенциала поврежденных тканей, различные типы нарушений иммунитета также увеличивают вероятность развития анаэробных инфекций [11].
 

Диоксид углерода и короткоцепочечные жирные кислоты, продуцируемые анаэробами, обусловливают характерный неприятный запах от инфицированных тканей и отделяемого и приводят к дальнейшему снижению окислительно-восстановительного потенциала. Формирование газа в тканях и крепитация — менее специфичный признак, наиболее характерный для клостридиального мионекроза. Инфекции, провоцируемые пигментированными анаэробами Porphyromonas spp. или Prevotella spp., могут вызывать темное окрашивание экссудата.
Длительное клиническое наблюдение за пациентами позволило сформулировать наиболее типичные признаки анаэробных инфекций [12, 13]:
— инфекции органов, в норме ассоциированных с присутствием большого числа анаэробных бактерий (ротовая полость, толстый кишечник, женские репродуктивные органы и др.);
— неприятный запах отделяемого из раны;
— некроз тканей, формирование абсцессов, газовая гангрена;
— инфекции с выделением газа, черное окрашивание экссудата;
— характерные рост колоний и морфология при окраске по Граму (многие анаэробные бактерии имеют типичный рост на чашках и специфичную морфологию, позволяющую выставить соответствующий предварительный диагноз);
— отрицательный результат микробиологического исследования при использовании только сред для выращивания аэробных бактерий;
— неэффективность режима антибактериальной терапии без адекватной активности препаратов в отношении анаэробных бактерий;
— инфекции при злокачественных новообразованиях, сопровождающихся деструкцией окружающих тканей;
— инфекции вследствие укуса человека.
Частота встречаемости анаэробных бактерий в зависимости от локализации в различных частях организма представлена в табл. 1.

Определение
чувствительности
анаэробов

к антибактериальным
препаратам

В 1997 г. произошли серьезные изменения в стандартных подходах к определению чувствительности анаэробных бактерий, а выявленные тенденции роста антибиотикорезистентности возбудителей анаэробных инфекций позволили выработать основные показания к определению их чувствительности:
— для проведения целенаправленной терапии у пациентов с тяжелыми угрожающими жизни инфекциями;
— для мониторинга локальных и региональных тенденций резистентности с целью рационализации эмпирического выбора антибиотиков;
— для выявления резистентности к новым антибактериальным препаратам с целью оценки возможности их использования в клинической практике.
При мониторинге резистентности анаэробов к АБП в настоящее время рекомендовано определять чувствительность выделенных штаммов следующих возбудителей: Bacteroides spp., Prevotella spp., Fusobacterium spp., Clostridium spp., Bilophila wadsworthia и Sutturella wadsworthensis [14–16].
В настоящее время с целью мониторинга резистентности анаэробных бактерий в масштабах одного стационара Институтом по клиническим лабораторным стандартам США (CLSI) рекомендовано использовать метод разведений в агаре при количестве тестируемых штаммов ³ 100 [15].
Метод микроразведений в бульоне является достаточно простым в применении и обеспечивает возможность определения чувствительности единичных штаммов микроорганизмов к нескольким АБП. Однако данные, получаемые при использовании этого метода, коррелируют с результатами определения чувствительности при разведении в агаре только для Bacteroides spp. Поэтому CLSI в настоящее время не рекомендуется использовать метод микроразведений в бульоне для микроорганизмов, не относящихся к группе B.fragilis.
Также для определения чувствительности можно использовать метод Е-тестов. Этот метод наиболее удобен, если требуется быстро определить чувствительность микроорганизма, выделенного, например, из крови, или у пациента с тяжелой инфекцией, когда быстрый выбор эффективной антибактериальной терапии крайне важен.

Тенденции
антибиотикорезистентности анаэробных бактерий

Сообщения о резистентности ана­эробов к АБП стали появляться в начале 1970-х гг., наибольшее их число касалось штаммов B.fragilis [17]. В связи с появлением резистентных штаммов анаэробных бактерий, ранее высокочувствительных к применявшимся АБП, выбор эмпирической терапии при ана­эробных инфекциях в некоторых клинических ситуациях становится затруднительным. Несмотря на то что основные тенденции в резистентности анаэробов представлены в международных и национальных многоцентровых исследованиях, рутинное определение чувствительности анаэробов в локальных лабораториях стационаров проводится крайне редко. Недавно опубликованное исследование неэффективности терапии бактериемии, вызванной штаммом B.fragilis, резистентным к АБП, явилось стимулом для продолжения ­изучения анаэробных бактерий и обновления рекомендаций по определению их чувствительности [1].
Результаты определения чувствительности анаэробов, опубликованные в научных статьях, могут различаться в зависимости от использованных микробиологических методик и сред, масштаба исследования (данные из одного или нескольких стационаров), географического региона, в котором собирались клинические штаммы, а также уровня селективного давления антибиотиков. В связи с этим для оценки тенденций антибиотикорезистентности длительное проспективное наблюдение является наиболее достоверным источником информации в случае, если в локальной микробиологической лаборатории не выполняется рутинного исследования на анаэробы каждого клинического образца.
Ниже приведены основные классы АБП, традиционно используемых для терапии анаэробных инфекций, и особенности их применения в современных условиях.
Бета-лактамы. Препараты этой группы по-прежнему играют одну из важнейших ролей в терапии инфекций, вызванных анаэробными возбудителями. Среди анаэробов B.fragilis характеризуется наиболее высоким уровнем резистентности к бета-лактамным антибиотикам. В настоящее время более 97 % штаммов B.fragilis резистентны к пенициллину. Из цефалоспоринов только цефамицины (цефокситин и цефотетан) проявляют значимую активность в отношении микроорганизмов группы B.fragilis, однако рост резистентности к ним также актуален. Следует подчеркнуть, что из группы цефамицинов в Российской Федерации зарегистрирован только цефокситин, крайне редко используемый в отечественной клинической практике. По данным зарубежных исследований за период 1987–2000 гг., диапазон резистентности к цефокситину среди всех выделенных штаммов B.fragilis составил 8–14 %, с большой разницей между лечебными центрами, в одном из которых резистентными были 22 % анаэробов группы B.fragilis. Учитывая отсутствие цефотетана на отечественном рынке, возможности клинического применения этого препарата не рассматриваются в статье, однако за рубежом отмечается высокий уровень резистентности к нему (30–87 % в зависимости от вида анаэробов). Отмечается тенденция роста резистентности к пиперациллину, обладающему наибольшей среди пенициллинов активностью против грамотрицательных анаэробов; она достигает 25 %, значительно отличаясь у различных представителей группы B.fragilis, по сравнению с 10% резистентностью и менее в начале 1990-х гг. [18, 19]. Таким образом, вследствие высокого уровня резистентности анаэробов, цефамицины и не защищенные от β-лактамаз пенициллины не рекомендуются для назначения у пациентов с интраабдоминальными инфекциями и инфекциями органов малого таза [20].
Высокой активностью в отношении анаэробов обладают ингибиторозащищенные бета-лактамы: амоксициллин/клавуланат, ампициллин/сульбактам, пиперациллин/тазобактам, тикарциллин/клавуланат и цефоперазон/сульбактам, а также недавно зарегистрированный в России амоксициллин/сульбактам. Результаты недавних международных исследований показывают, что менее 2 % штаммов группы B.fragilis были резистентны к ингибиторозащищенным бета-лактамам.
Среди всех бета-лактамов наиболее активными остаются карбапенемы — имипенем, меропенем и эртапенем, к которым количество резистентных штаммов группы B.fragilis во всем мире зарегистрировано менее 0,2 % [19, 21, 22].
Уровень резистентности к бета-лактамам среди небактероидов в целом меньше по сравнению с группой B.fragilis, а также отличается вариабельностью. Проводившиеся исследования преимущественно носили сравнительный характер с изучением in vitro небольшого количества штаммов в отдельных стационарах, что связано с использованием сложных микробиологических методов идентификации и определения чувствительности анаэробов. По результатам одного многоцентрового исследования с применением метода микроразведений, 83 % штаммов Prevotella spp. были резистентными к пенициллину, в то время как резистентность анаэробов родов Fusobacterium, Porphyromonas и Peptostreptococcus была ниже и составила 9, 21 и 6 % соответственно [23]. Все штаммы 4 вышеперечисленных родов микроорганизмов были чувствительны к цефокситину, ингибиторозащищенным бета-лактамам и карбапенемам, за исключением Peptostreptococcus (4 % которых были резистентны к ампициллину/сульбактаму) и Porphyromonas (5 % которых были резистентны к цефокситину) [23].
Резистентность к бета-лактамам об­условлена тремя важнейшими механизмами резистентности к антибиотикам: продукцией ферментов — β-лактамаз; наличием пенициллинсвязывающих белков и снижением проницаемости стенки бактерий. При этом наиболее частым механизмом является продукция бета-лактамаз.
Самыми распространенными из β-лактамаз, продуцируемых Bacteroides и Prevotella, являются цефалоспориназы класса 2е [23–25]. Эти ферменты подавляются всеми известными ингибиторами β-лактамаз (клавулановой кислотой, сульбактамом и тазобактамом), поэтому, несмотря на то, что пенициллин или ампициллин неактивны в отношении большинства B.fragilis и Prevotella spp., ингибиторозащищенные беталактамы обладают высокой активностью.
Продукция β-лактамаз другими
анаэробами менее изучена, но кло-
стридии (не C.perfringens), Porphyromo-nas и фузобактерии также могут проявлять резистентность к используемым АБП. Так, пенициллинорезистентные штаммы фузобактерий и клостридий продуцируют пенициллиназы [26].
Способность анаэробов продуцировать металло-β-лактамазы представляет самую серьезную проблему. Эти ферменты, кодируемые генами ccrA или cfiA, гидролизуют карбапенемы, а также все бета-лактамные антибиотики с известной антианаэробной активностью и не инактивируются современными ингибиторами β-лактамаз [27]. Несмотря на то что впервые штаммы B.fragilis с этим механизмом резистентности были зарегистрированы в 1986 г. [28], он по-прежнему встречается крайне редко. Важно помнить, что в среднем до 4 % штаммов Bacteroides spp. являются носителями генов ccrA или cfiA, однако белки редко экспрессируются на достаточно высоком уровне для фенотипического проявления резистентности (< 0,8 %) [29]. Известно также, что в лабораторных условиях при экспозиции низкими концентрациями карбапенемов in vitro удавалось достичь высокого уровня экспрессии этих генов [30–32].
Пенициллинсвязывающие белки (ПСБ), несмотря на их существенное значение для активности бета-лактамов, не являются важнейшими механизмами резистентности, характерными для анаэробных микроорганизмов. Измененные ПСБ-1 и ПСБ-2 редки среди клинических штаммов и обусловливают резистентность к цефокситину и другим цефалоспоринам у B.fragilis [33–35]. Третий механизм резистентности исследуется недавно и поэтому является самым малоизученным. В одном из исследований отсутствие как минимум 1 белка внешней стенки (ОМРа) являлось причиной резистентности некоторых штаммов к ампициллину/сульбактаму [35].
Нитроимидазолы. Резистентность анаэробов к нитроимидазолам — редкое явление. По данным исследований в США, не было зарегистрировано штаммов B.fragilis, резистентных к метронидазолу или орнидазолу (МПК > 16 мкг/мл). Однако исследования в Европе подтверждают существование единичных резистентных штаммов [36, 37]. Устойчивость к метронидазолу более характерна для грамположительных анаэробов, включая большинство штаммов Propionibacterium acnes, Actinomyces spp., а также некоторые штаммы лактобактерий и анаэробных стрептококков [21].
Гены резистентности к нитро­имидазолам (nim) идентифицированы у штаммов с высокими МПК метронидазола (> 4 мкг/мл) [38]. Гены nim кодируют редуктазу нитроимидазолов, редуцирующую 4- или 5-нитроимидазолы до 4- или 5-аминоимидазолов и предотвращающую формирование токсического нитрозного остатка, необходимого для проявления активности этой группы препаратов [39]. К настоящему времени опубликованы сообщения о 6 генах nim (nim A–F) у Bacteroides spp., локализованных в хромосомах и плазмидах [39]. Найдены последовательности, локализованные выше генов nim, полностью идентичные или схожие с обнаруженными у штаммов, резистентных к имипенему, что увеличивает вероятность экспрессии этих генов [40]. Механизмы резистентности к нитроимидазолам у других анаэробов (не Bacteroides) в настоящее время изучены недостаточно.
Согласно результатам проведенных ранее исследований орнидазол и метронидазол имеют сравнимый уровень активности в отношении анаэробов [41–43]. При прочих равных условиях фармакокинетические параметры (более длительный период полувыведения по сравнению с метронидазолом) и профиль безопасности (отсутствие дисульфирамоподобной реакции) могут обусловливать приоритет выбора в пользу орнидазола в определенных клинических ситуациях.
С учетом низкого уровня резистентности к нитроимидазолам препараты этой группы, бесспорно, сохраняют свое ведущее значение в составе комбинированной терапии анаэробных инфекций [41, 43].
Линкозамиды. Начиная с 60-х гг. прошлого века препараты этой группы (клиндамицин и линкомицин) являются одной из важных альтернатив для лечения анаэробных инфекций. При этом в России чаще используется линкомицин, а за рубежом — клиндамицин. В течение последних 15 лет наблюдается стабильный рост резистентности рассматриваемых возбудителей к линкозамидам. По данным национального исследования, проведенного в Медицинском центре университета Тафтс (Бостон) в 1987 г., резистентность B.fragilis к клиндамицину не превышала 3 %, а уже в 1996 и 2000 гг. ее уровень составил 16 и 20 % соответственно [19, 42, 43]. Наряду с этим, по данным отдельных стационаров, в этом и другом исследованиях уровень резистентности к клиндамицину достигал 44 %. Таким образом, на основании данных о резистентности возбудителей в одном стационаре нельзя предсказать уровень резистентности в другом [44]. Уровень резистентности к клиндамицину среди анаэробов групп не Bacteroides, таких как Prevotella, Fusobacterium, Porphyromonas и Peptostreptococcus, в целом ниже и часто не превышает 10 % [23]. Однако сложно проследить тенденции резистентности этих групп анаэробов, так как опубликовано мало проспективных исследований этой категории возбудителей. Среди всех анаэробов Clostridium difficile характеризуется самым высоким уровнем резистентности к клиндамицину, достигающим 67 % [45].
У различных возбудителей выявлены вариабельные генетические детерминанты, обусловливающие резистентность к линкозамидам, в частности у B.fragilis (ermF, ermG и ermS), Clostridium perfringens (ermQ и ermP), C.difficile (ermZ, ermB и ermBZ) и Porphyromonas, Prevotella, Peptostreptococcus, Eubacterium spp. (ermF) [46]. Как у B.fragilis, так и у C.difficile эти детерминанты могут локализоваться в хромосомах, плазмидах или транспозонах и передаваться посредством конъюгации. Проявление резистентности опосредовано макролид-линкозамид-стрептограмин-23S-РНК-метилазой, подобно таковой у стафилококков [46, 47]. Однако не все штаммы бактероидов, резистентные к клиндамицину, несут гены erm, и у незначительного количества штаммов встречаются альтернативные механизмы резистентности [48, 49]. В 1979 г. впервые была описана передача гена ermT у бактероидов, и в дальнейшем были опубликованы исследования, описывающие частый перенос детерминант резистентности [50–52].
В связи с нарастающей резистентностью к клиндамицину, преимущественно среди микроорганизмов группы B.fragilis, в настоящее время линкозамиды не могут являться препаратами выбора для лечения, по крайней мере инфекций с высокой вероятностью вовлечения B.fragilis. Препараты данной группы могут назначаться только при известном спектре чувствительности бактероидов к АБП и локализации инфекций выше уровня диафрагмы (челюстно-лицевые инфекции, аспирационная пневмония, эмпиема, абсцесс легкого) [20].
Фторхинолоны. Традиционно фтор­-
хинолоны не рассматривались в качестве препаратов, активных в отношении анаэробных бактерий. В предшествующие два десятилетия Управлением США по контролю за пищевыми продуктами и лекарственными препаратами (FDA) были одобрены к применению при анаэробных инфекциях два фторхинолона — темафлоксацин и тровафлоксацин, которые вскоре после начала использования были отозваны с рынка из-за проблем с безопасностью. Всего за два года использования уровень резистентности к тровафлоксацину представителей B.fragilis вырос с 3–8 до 15 %, и, несмотря на ограниченное использование препарата в 1998 и 1999 гг., уже в 2001 г. резистентность B.fragilis к этому препарату составила 25 % [19, 53]. Считается, что широкое использование фторхинолонов предыдущего поколения (офлоксацина, пефлоксацина, ципрофлоксацина) стало причиной высокого уровня резистентности к ним. Результаты последних зарубежных исследований демонстрируют увеличение резистентности бактероидов к моксифлоксацину [53].
Резистентность к фторхинолонам может быть обусловлена одним конкурирующим механизмом или более. Как у аэробных, так и у факультативно анаэробных микроорганизмов фторхинолоны ингибируют ферменты гиразу и топоизомеразу IV, которые играют важную роль в репликации бактериальной ДНК. Резистентность у аэробов развивается в случае мутаций в генах гиразы (gyrA) и топоизомеразы IV (parC), а также при наличии систем эффлюкса. Недавно эти механизмы резистентности были обнаружены у некоторых анаэробов. У B.fragilis gyrA и parC были клонированы из генома в 1999 г. [54]. Используя последовательную селекцию левофлоксацином, авторы исследования получили мутацию Ser-82-Phe гена gyrA, соответствующую мутации Ser-83-Phe гена gyrA, обусловливающей резистентность к фторхинолонам у Escherichia coli. Три штамма, полученные в результате мутации, имели одинаковые мутации Ser-82-Phe, и МПК лево­флоксацина для них составила 12,5–50 мг/л. У этих штаммов также была отмечена перекрестная резистентность к ципро­флоксацину и спарфлоксацину.
Дополнительные исследования in vitro показали схожие эффекты с заменами в менее изученных участках генов, кодирующих резистентность к фторхинолонам, при использовании ципрофлоксацина и тровафлоксацина [55], а также при пероральном приеме клинафлоксацина у здоровых добровольцев [56]. Независимо от изученных препаратов в обоих исследованиях было продемонстрировано увеличение МПК всех фторхинолонов. Эти данные свидетельствуют о возможности развития резистентности при использовании традиционных и новых фторхинолонов.
Эффлюкс является вторым важным механизмом резистентности аэробов и факультативных анаэробов к фторированным и нефторированным хинолонам [57, 58]. Неблагоприятна с точки зрения длительного клинического использования фторхинолонов для лечения анаэробных инфекций потенциальная возможность комбинации этих двух механизмов резистентности.
В настоящее время для терапии анаэробных инфекций можно использовать современные фторхинолоны IV поколения с хорошей антианаэробной активностью — моксифлоксацин и гатифлоксацин. Эти препараты также характеризуются лучшей активностью по сравнению с ранними фторхинолонами в отношении грамположительных кокков и грамотрицательных палочек и сходной биодоступностью при внутривенном и пероральном введении.
Моксифлоксацин вследствие хорошего профиля безопасности и положительных результатов клинических исследований его применения при инфекциях с вовлечением анаэробов является наиболее перспективным для использования у этой группы пациентов. В частности, спектр активности моксифлоксацина включает B.fragilis, B.thetaiotaomicron, C.perfringens, Peptostreptococcus spp., а также Fusobacterium spp. и Prevotella spp. [59–62]. В настоящее время мокси­флоксацин разрешен к применению при инфекциях верхних и нижних дыхательных путей (острый синусит, острое бактериальное обострение хронического бронхита, внебольничная пневмония), осложненных интраабдоминальных инфекциях, а также неосложненных и осложненных инфекциях кожи и мягких тканей. При этом, по данным одного из последних исследований, применение мокси­флоксацина (внутривенное введение с переходом на пероральную терапию) у пациентов с осложненными инфекциями кожи и мягких тканей так же эффективно, как использование режимов сравнения (пиперациллин/тазобактам внутривенно с переходом на пероральный прием амоксциллина/клавуланата): 79 и 82 % случаев выздоровления соответственно [63]. Моксифлоксацин — единственный фторхинолон, в виде монотерапии одобренный для лечения осложненных интраабдоминальных инфекций. Решение о включении последнего показания FDA приняло на основании результатов клинического исследования, в котором участвовали пациенты с осложненными интраабдоминальными инфекциями (перитонит, абсцесс, перфоративный аппендицит и перфорация кишечника). Ступенчатая терапия моксифлоксацином (сначала внутривенно 1 раз в день, затем переход на прием внутрь) в течение 5–14 дней оказалась так же эффективна, как и внутривенная терапия пиперациллином/тазобактамом 4 раза в день с переходом на пероральную терапию амоксициллином/клавуланатом 2 ра-
за в день. Моксифлоксацин приводил к эрадикации E.coli и B.fragilis — основных возбудителей осложненных интраабдоминальных инфекций. Оценку клинической эффективности проводили у 379 из 681 пациента, принявших участие в исследовании. Эффективность терапии моксифлоксацином составила 79,8 %, препаратами сравнения — 78,1 % [64].
Двойной путь выведения отменяет необходимость коррекции дозы моксифлоксацина у пациентов с почечной недостаточностью, в том числе находящихся на гемодиализе [65].
Гатифлоксацин активен в отношении большинства клинически значимых возбудителей анаэробных инфекций: Bacteroides spp., Fusobacterium spp., Porphyromonas spp., Prevotella spp., Clostridium spp. [66]. В одном из исследований изучали активность гати­флоксацина и нескольких других АБП с антианаэробной активностью в отношении 351 клинического штамма анаэробов. Гати­флоксацин оказался высокоактивен в отношении всех протестированных микроорганизмов, а его МПК50 и МПК90 были сравнимы с таковыми ампициллина/сульбактама и составили соответственно 0,5 и 4 мг/л, а в отношении B.fragilis — МПК, сравнимые с клиндамицином и метронидазолом — 1 и 1 мг/л соответственно. Гатифлоксацин оказался наиболее активен по сравнению с другими протестированными фторхинолонами (ципрофлоксацин, спарфлоксацин) [66]. В США зарегистрированы такие показания к назначению гатифлоксацина, как инфекции верхних и нижних дыхательных путей (бактериальное обострение хронического бронхита, внебольничная пневмония), неосложненные инфекции кожи и мягких тканей, неосложненные и осложненные инфекции мочевых путей, острый пиелонефрит, а также неосложненная гонорея у мужчин и женщин. В марте 2006 г. FDA опубликовало сообщение об участившихся случаях гипогликемии и гипергликемии у пациентов с сахарным диабетом и без нарушений толерантности к глюкозе, получавших терапию гатифлоксацином. В связи с этим сахарный диабет был добавлен к числу противопоказаний к назначению гатифлоксацина. У пациентов с другими факторами риска (пожилой возраст, нарушение функции почек, сопутствующий прием препаратов, изменяющих уровень глюкозы в крови) и получающих терапию гати­флоксацином рекомендовано мониторировать уровень глюкозы в крови [67]. В связи с тем, что лекарственные формы гатифлоксацина в России в настоящее время не зарегистрированы, в нашей стране отсутствует опыт его клинического применения.
Тетрациклины. К препаратам дан-
ной группы чувствительны клостридии (кроме C.difficile), а также Fusobacterium spp., P.acnes. По данным исследований, большинство штаммов Bacteroides spp., включая B.fragilis, устойчивы [68–70]. Принимая во внимание узкий антианаэробный спектр активности, тетрациклины нельзя использовать в качестве монотерапии при инфекциях полости рта, интраабдоминальных и других инфекциях с высокой вероятностью вовлечения данной группы микроорганизмов.
Хлорамфеникол. Резистентность ана­эробов к хлорамфениколу обусловлена продукцией ацетилтрансферазы, приводящей к ферментативной инактивации хлорамфеникола. По данным многоцентровых международных исследований, препарат сохраняет высокую активность в отношении спорообразующих и неспорообразующих анаэробов, включая B.fragilis [18, 68]. Однако препарат обладает высокой гематотоксичностью (вплоть до апластической анемии), нейротоксичностью (периферические полиневропатии, нарушения психики, невриты зрительного нерва), при его применении наблюдаются диспептические явления, а также «серый синдром» новорожденных и местные нежелательные реакции. В связи с этим хлорамфеникол не является препаратом выбора для терапии анаэробных инфекций.

Активность различных антибактериальных
препаратов в отношении анаэробов по данным
локального мониторинга чувствительности в России

С целью мониторинга чувствительности анаэробов к АБП в НИИАХ СГМА в 2005 г. было проведено исследование, целью которого явилось изучение in vitro чувствительности клинических штаммов анаэробных бактерий, выделенных при инфекциях различной локализации.
Материалом для микробиологического исследования служили: содержимое брюшной полости при интраабдоминальных инфекциях, биоптаты тканей при инфекциях костей и суставов, глубоких инфекциях мягких тканей различной локализации, секрет предстательной железы при хроническом простатите. В исследование включались последовательные штаммы анаэробных бактерий, выделенные от 50 пациентов с инфекционными процессами различной локализации. Наиболее часто анаэробные бактерии выделялись при интраабдоминальных инфекциях. Структура клинического материала, из которого выделены исследованные штаммы анаэробных бактерий, представлена в табл. 2.
Для выделения анаэробных бактерий использовали питательный агар с добавлением 5% бараньей крови, приготовленный на основе агара Бруцелла, или колумбийский агар.
Инкубация чашек Петри с первичным посевом клинического материала проводилась в анаэробной камере, содержащей газовую смесь в составе: азот — 80 %, СО2 — 10 %, водород — 10 %, при температуре 37 °С в течение 7 суток.
Предварительная идентификация штаммов осуществлялась на основании изучения морфологических и тинкториальных свойств клеток, а также с использованием коммерческих дисков с эритромицином (60 мкг), пенициллином (2 ЕД), рифампицином (15 мкг), ванкомицином (5 мкг), канамицином (1000 мкг), колистином (10 мкг), полианетолсульфонатом (Oxoid, Англия). Для окончательной идентификации использовались коммерческие идентификационные системы Rapid ID 32 A (bioMerieux, Франция). Выделенные штаммы хранились в триптиказо-соевом бульоне (bioMerieux, Франция) с добавлением 10% стерильного глицерина при температуре –70 °С.
Всего было исследовано 96 штаммов анаэробных бактерий. Из одного образца выделялось от 1 до 4 штаммов анаэробных бактерий в ассоциации с аэробными и факультативно-анаэробными бактериями или без них. Структура выделенных возбудителей представлена в табл. 3.
Исследование чувствительности ана­эробных бактерий проводилось в соответствии с рекомендациями NCCLS/CLSI [15] с определением МПК методом разведений в агаре (Бруцелла агар, Becton Dickinson, США) с добавлением гемина (5 мкг/мл), витамина K1
(1 мкг/мл) (Becton Dickinson, США) и лизированной бараньей крови (итоговая концентрация — 5 %).
При тестировании использовали двукратные серийные разведения субстанций антибиотиков: пенициллина (Sigma, Германия), ампициллина (Sigma, Германия), амоксициллина/сульбактама (Bago, Аргентина), амоксициллина/клавуланата (GlaxoSmithKline, Великобритания), цефоперазона (Sigma, Германия), цефоперазона/сульбактама (Pfizer, США), имипенема (Merck, США), клиндамицина (Pfizer, США), линкомицина (Lek, Словения), ципрофлоксацина (KRKA, Словения), гатифлоксацина (Pvt Ltd., Индия), моксифлоксацина (Bayer, Германия), метронидазола (Sigma, Германия), орнидазола (Pvt Ltd., Индия), хлорамфеникола (Fluca, Германия).
Для приготовления бактериальной суспензии чистую 48-часовую культуру микроорганизмов разводили в стерильном бульоне (Бруцелла бульон, Becton Dickinson, США) до мутности, эквивалентной 0,5 по стандарту Мак-Фарланда (Remel Diagnostics, США) [6]. Инокулюм наносился на чашки с антибиотиками с помощью автоматического инокулятора Multipoint Inoculator (Mast Diagnostics, Германия). Инкубация проводилась при температуре 37 °С в течение 42–48 ч в анаэробной камере [15].
Контроль качества с использованием контрольных штаммов Bacteroides fragilis ATCC 25285, Bacteroides thetaiotaomicron ATCC 29741, Eubacterium lentum ATCC 43055 проводился при каждой постановке чувствительности [15].
Для интерпретации результатов определения чувствительности анаэробных бактерий к орнидазолу использовали критерии, применяемые для метронидазола.
Бета-лактамы. В отношении грамот­рицательных анаэробов пенициллины обладали низкой активностью. Так, к ампициллину были нечувствительны 95,7 % штаммов Bacteroides spp., 64,5 % штаммов Prevotella spp., а также 4 из 7 штаммов Fusobacterium spp., 1 из 4 штаммов Porphyromonas spp. и Veillonel-
la
spp. В то же время все 26 исследованных штаммов грамположительных анаэробов (Peptostreptococcus spp.) сохраняли чувствительность к пеницил-
лину.
Ингибиторозащищенные пенициллины проявляли высокую активность в отношении исследованных штаммов. Так, МПК90 амоксициллина/клавуланата для Bacteroides spp. и Prevotella spp. составляла 2 и 0,5 мг/л соответственно. При этом чувствительными к амоксициллину/клавуланату среди представителей данных родов были 95,7 и 100 % штаммов соответственно. Сравнимой с амоксициллином/клавуланатом активностью обладал другой ингибиторозащищенный пенициллин — амоксициллин/сульбактам. МПК90 этого препарата для Bacteroides spp. составляла 2 мг/л и для Prevotella spp. — 1 мг/л. Среди штаммов Peptostreptococcus spp. резистентности к амоксициллину/клавуланату и амоксициллину/сульбактаму выявлено не было.
К цефалоспорину III поколения цефоперазону сохраняли чувстви-тель­ность только 39,1 % штаммов Bac-teroides spp. В то же время отмечена значительно более высокая активность этого препарата в отношении Prevotella spp. и Fusobacterium spp. — 93,5 и 100 % чувствительных штаммов соответственно. Все штаммы Peptostreptococcus spp. также сохраняли чувствительность к цефоперазону. Отмечается существенное снижение МПК цефоперазона/сульбактама в сравнении с цефоперазоном для наиболее часто встречающихся грамотрицательных анаэробных бактерий. Так, для изученных штаммов Bacteroides spp. МПК50 и МПК90 цефоперазона составляли 32 и 128 мг/л, а цефоперазона/сульбактама — 4 и 8 мг/л. Для штаммов Prevotella spp. МПК50 и МПК90 цефоперазона составляли 2 и 16 мг/л, а цефоперазона/сульбактама — 1 и 1 мг/л соответственно.
Все протестированные штаммы были чувствительны к карбапенемам — имипенему, меропенему и эртапенему.
Таким образом, несмотря на тенденцию к росту резистентности, некоторые бета-лактамные антибиотики сохраняют важнейшую роль в лечении анаэробных инфекций. Наряду с локальными данными по резистентности при выборе терапии следует помнить о возможности развития резистентности вследствие селективного давления АБП при частом использовании этого класса препаратов.
Нитроимидазолы. Орнидазол и метронидазол обладали сопоставимой активностью в отношении протестированных штаммов. Так, МПК90 метронидазола и орнидазола для Bacteroides spp. составляла 2 и 1 мг/л соответственно, для Prevotella spp. — по 1 мг/л. Несколько меньшую активность нитроимидазолы проявили в отношении штаммов Peptostreptococ-
cus
spp. и Fusobacterium spp.
Линкозамиды. По данным нашего исследования, чувствительными к клиндамицину оказались 73,9 % штаммов Bacteroides spp., 96,8 % штаммов Prevotella spp. и все исследованные штаммы Fusobacterium spp., Veilonel-
la
spp. и Peptostreptococcus spp. Согласно уровням МПК50 и МПК90, линкомицин оказался в 2–4 раза менее активным по сравнению с клиндамицином. Кроме того, несмотря на сохраняющуюся высокую активность линкозамидов в отношении Peptostreptococ-
cus
spp., Prevotella spp. и Fusobacteri-
um
spp., выявлена тревожная тенденция распространения резистентности к клиндамицину у наиболее клинически важных представителей анаэробных бактерий — Bacteroides spp., нечувствительность которых к данному препарату составила 26 %.
Фторхинолоны. Фторхинолоны IV поколения, гатифлоксацин и моксифлоксацин, в проведенном нами исследовании продемонстрировали высокую активность в отношении как грамотрицательных, так и грамположительных анаэробов. При этом активность гатифлоксацина в отношении анаэробов в целом на 1–2 разведения оказалась выше активности моксифлоксацина. Фторхинолон II поколения ципрофлоксацин обладал низкой антианаэробной активностью.
Хлорамфеникол. Несмотря на низкую частоту резистентности анаэробов к хлорамфениколу в нашем
исследовании (100 % чувствительных грамотрицательных анаэробов и 92,3 % чувствительных штаммов Pep-
tostreptococcus
spp.), его нельзя рассматривать в качестве препарата выбора для терапии анаэробных инфекций ввиду его высокой токсичности и узкого терапевтического диапазона.
Суммарные результаты определения чувствительности наиболее распространенных анаэробных возбудителей (Bacteroides spp., Prevotella spp., Peptostreptococcus spp.), выделенных в нашем исследовании, представлены в табл. 4–6.

 

Современная стратегия выбора антибактериальных препаратов для терапии анаэробных инфекций
Несмотря на небольшую выборку, локальное исследование в целом отражает рассмотренные выше тенденции изменения чувствительности анаэробных возбудителей инфекций к АБП и демонстрирует необходимость регулярного (раз в год) мониторинга резистентности анаэробов как на региональном, так и на национальном уровнях. Для формирования стратегии выбора эффективной эмпирической антибиотикотерапии чрезвычайно важно иметь современную картину чувствительности наиболее часто встречающихся возбудителей анаэробных инфекций.
Наиболее активными группами препаратов в отношении анаэробных бактерий, по данным литературы и проведенного исследования, являются:
— нитроимидазолы (метронидазол, орнидазол);
— ингибиторозащищенные бета-лактамы (амоксициллин/клавуланат, амоксициллин/сульбактам, цефоперазон/сульбактам);
— карбапенемы (имипенем, меропенем, эртапенем);
— фторхинолоны IV поколения (моксифлоксацин, гатифлоксацин).
Результаты нашей работы и анализ данных международных многоцентровых исследований позволяют сформулировать основные положения стратегии выбора эмпирической антибактериальной терапии анаэробных инфекций, которые приведены в табл. 7.
Заключение
Принимая во внимание современные данные о чувствительности ­ана­эробных бактерий, в настоящее время при терапии анаэробных инфекций могут быть использованы карбапенемы (имипенем, меропенем, эртапенем), нитроимидазолы (метронидазол, орнидазол), ингибиторозащищенные бета-лактамы (амоксициллин/клавуланат, амоксициллин/сульбактам, цефоперазон/сульбактам). Относительно новым препаратом для монотерапии интраабдоминальных инфекций и инфекций кожи и мягких тканей, вызванных полимикробной микрофлорой, является фторхинолон IV поколения моксифлоксацин.
Для прогнозирования перспектив клинического использования этих АБП для терапии анаэробных инфекций необходимо регулярно проводить мониторинг чувствительности ана­эробных бактерий.


Bibliography

1. Nguyen M.H., Yu V.L., Morris A.J., et al. Antimicrobial resistance and clinical outcome of Bacteroides bacteremia: findings of a multicenter prospective observational trial // Clin. Infect. Dis. — 2000. — 30. — 870-6.
2. Gorbach S.L. Antimicrobial prophylaxis for appendectomy and colorectal surgery // Rev. Infect. Dis. — 1991. — 13. — S815-20.
3. Alfa M.J., Robson D., Davi M. et al. An outbreak of necrotizing enterocolitis associated with a novel Clostridium species in a neonatal intensive care unit // Clin. Infect. Dis. — 2002. — 35. — S101-105.
4. Nord C.E., Karger L., Appelba-
um P.C. Impact of antimicrobial agents on gastrointestinal microflora and the risk of infection // Am. J. Med. — 1984. — 76. — 99-106.
5. Rodloff A.C., Appelbaum P.C., Zabransky R.J. Practical anaerobic bacteriology // Cumitech 5A. — 1991. — 1.
6. Dorsher C.W., Rosenblatt J.E., Wilson W.R. et al. Anaerobic bacteremia: decreasing rate over 15-year period // Rev. Infect. Dis. — 1991. — 13. — 633-6.
7. Lombardi D.P., Enleberg N.C. Anaerobic bacteremia: incidence, patient charachteristics, and clinical signify cance // Am. J. Med. — 1992. — 92. — 53-60.
8. Salonen J.H. Clinical significance and outcome of anaerobic bacteremia // Clin. Infect. Dis. — 1998. — 26. — 1413-7.
9. Bouza E., Reig M., Garcia de la Torre M. et al. Retrospective analysis of two hundred and twelve cases of bacteremia due to anaerobic microorganisms // Europ. J. Clin. Microb. Infect. Dis. — 1985. — 4. — 262-7.
10. Berne T.V., Bates T., Prior J.E. Antibiotic management of surgically treated gangrenous or perforated appendicitis. Comparison of gentamicin and clindamycin versus cefamandole versus cefoperazone // Am. J. Surg. — 1982. — 144. — 8-13.
11. Nichols R.L., Smith J.W. Anaerobes from a surgical prospective // Clin. Infect. Dis. — 1994. — 18. — S280-6.
12. Nichols R.L., Smith J.W. Clinical aspects of anaerobic infections in the surgical patient // Am. J. Med. Tech. — 1975. — 41. — 431-6.
13. Кочеровец В.И., Михайлова В.С. Методы микробиологического анализа неспорообразных анаэробных бактерий. — М.: ТОО «Лабинформ», 1995. — С. 6-7.
14. NCCLS. Methods for antimicrobial susceptibility testing of anaerobic bacteria. — 4th ed. — Villanova, PA: NCCLS, 1997. Document no. M11-A4.
15. NCCLS. Methods for antimicrobial susceptibility testing ofanaerobic bacteria. — 6th ed. — Villanova, PA: NCCLS, 2004. Document no. M11-A6.
16. Citron D.M., Hecht D.W. Susceptibi-lity test methods: anaerobic bacteria // Mur-ray P.R., Baron E.L., Jorgensen I.H., Pfal-
ler M.A., Yolken R.H., eds. Manual of clinical microbiology. — 8th ed. — Washington, DC: ASM Press, 2003. — Р. 1141-8.
17. Hecht D.W. Prevalence of antibiotic resistance in anaerobic bacteria: worrisome developments // Clin. Infect. Dis. — 2004. — 39. — 92-7.
18. Snydman D.R., Jacobus N.V., McDermott L. et al. Multicenter study of invitro susceptibility of the Bacteroides fragilis group, 1995–1996, with comparison of resistance trends from 1990–1996 // Antimicrob. Agents Chemother. — 1999. — 43. — 2417-22.
19. Snydman D.R., Jacobus N.V., McDermott L.A. et al. National survey on the susceptibility of Bacteroides fragilis group: report and analysis of trends for 1997–2000 // Clin. Infect. Dis. — 2002. — 35. — S126-34.
20. Solomkin J.S., Mazuski I.E.,
Baron E.L. et al. Guidelines for the selection of antiinfective agents for complicated intraabdoininal infections // Clin. Infect. Dis. — 2003. — 37. — 997-1005.
21. Goldstein E.L., Citron D.M., Vreni M.C., Warren Y., Tyrrell K.L. Comparative in vitro activities of ertapenem (MK0826) against 1001 anaerobes isolated from human intraabdominal infections // Antimicrob. Agents Chemother. — 2000. — 44. — 2389-94.
22. Hedberg M., Nord C.E. Anti-microbial susceptibility of Bacteroides fragilis group isolates in Europe // Clin. Microbiol. Infect. — 2003. — 9. — 475-88.
23. Appelbaum P.C., Philippon A.,
Jacobs M.R., Spangler S.K., Gutmann L. Characterization of blactamases from nonBacteroides fragilis group Bacteroides spp. belonging to seven species and their role in blactam resistance // Antimicrob. Agents Chemother. — 1990. — 34. — 2169-76.
24. Giraud-Morin С., Madinier I., Fosse Т. Sequence analysis of cfxA2like b-lactamases in Prevotella species // J. Anti-microb. Chemother. — 2003. — 51. — 1293-6.
25. Rogers M.B., Parker A.C., Smith C.J. Cloning and characterization of the endo-genous cephalosporinase gene, cepA, from Bacteroides fragilis reveals a new subgroup of Ambler class A blactamases // Antimicrob. Agents. Chemother. — 1993. — 37. — 2391-400.
26. Appelbaum P.C., Spangler S.K., Pankuch G.A. et al. Characterization of a blactamase from Clostriditim clostri-
dioforme // J. Antimicrob. Chemother. — 1994. — 33. — 33-40.
27. Yang Y., Rasmussen B.A., Bush K. Biochemical characterization of the metalloblactamase CcrA from Bacteroides fragilis TAL3636 // Antimicrob. Agents. Chemother. — 1992. — 36. — 1155-7.
28. Cuchural G.J., Malamy M.H.,
Tally F.P. (β-lactamasemediated imipenem resistance in Bacteroides fragilis // Antimicrob. Agents Chemother. — 1986. — 30. — 645-8.
29. Podglajen I., Breuil J., Casin I., Collatz E. Genotypic identification of two groups within the species Bacteroides fragilis by ribotyping and by analysis of PCRgenerated fragment patterns and insertion sequence content // J. Bacteriol. — 1995. — 177. — 5270-5.
30. Podglajen I., Breuil I., Bordon F., et al. A silent carbapenemase gene in strains of Bacteroides fragilis can be expressed after a onestep mutation // FEMS Microbiol. Lett. — 1992. — 70. — 21-9.
31. Podglajen I., Breuil J., Collatz E. Insertion of a novel DNA sequence, 1S1186, upstream of the silent carbapenemase gene cfiA, promotes expression of carbapenem resistance in clinical isolates of Bacteroides fragilis // Mol. Microbiol. — 1994. — 12. —
105-14.
32. Edwards R., Read P.N. Expression of the carbapenemase gene (cfiA) in Bacteroides fragilis // J. Antimicrob. Chemother. — 2000. — 46. — 1009-12.
33. Wexler H.M., Halebian S. Alterations to the penicillinbinding proteins in the Bacteroides fragilis group: a mechanism for nonblactamase mediated cefoxitin resistance // Int. Antimicrob. Chemother. — 1990. — 26. — 720.
34. Fang H., Ediund С., Nord C.E., Hedberg M. Selection of cefoxitinresistant Bacteroides thetaiotaoinicron mutants and mechanisms involved in blactam resistance // Clin. Infect. Dis. — 2002. — 35. — S47-53.
35. Wexler H.M. Outermembrane poreforming proteins in gramnegative anaerobic bacteria // Clin. Infect. Dis. — 2002. — 35. — S65-71.
36. Breuil I., Dublanchet A., Truffaut N., Sebald M. Transferable 5-nitroimidazole resistance in the Bacteroides fragilis group // Plasmid. — 1989. — 21. — 151-4.
37. Urban E., Soki I., Brazier J.S., Nagy E., Duerden B.I. Prevalence and characterization of win genes of Bacteroides sp. isolated in Hungary // Anaerobe. — 2002. — 8. — 175-9.
38. Haggoud A., Reysset G., Azeddoug H., Sebald M. Nucleotide sequence analysis of two 5-nitroimidazole resistance determinants from Bacteroides strains and of a new insertion sequence upstream of the two genes // Antimicrob. Agents Chemo-ther. — 1994. — 38. — 1047-51.
39. Carlier J.P., Sellier N., Rager M.N., Reysset G. Metabolism of a 5-nitroimidazole in susceptible and resistant isogenic strains of Bacteroides fragilis // Antimicrob. Agents Chemother. — 1997. — 41. — 1495-9.
40. Trinh S., Haggoud A., Reysset G., Sebald M. Plasmids pIP419 and pIP421 from Bacteroides: 5-nitroimidazole resistance genes and their upstream insertion sequence elements // Microbiology. — 1995. — 141. — 927-35.
41. Brazier J.S., Stubbs S.L., Duer-
den B.I. Metronidazole resistance among clinical isolates belon2ging to the Bacteroides fragilis group: time to be concerned? // J. Anti-
microb. Chemother. — 1999. — 44. —
580-1.
42. Cornick N.A., Cuchural G.I. Jr, Snydman D.R. et al. The antimicrobial susceptibility patterns of the Bacteroides fragilis group in the United States, 1987 // J. Antimicrob. Chemother. — 1990. — 25. — 1011-9.
43. Snydman D.R., Jacobus N.V., McDermott L.A. et al. Multicenter study of in vitro susceptibility of the Bacteroides fragilis group, 1995 to 1996, with comparison of resistance trends from 1990 to 1996 // Antimicrob. Agents Chemother. — 1999. — 43. — 2417-22.
44. Hecht D.W., Osmolski J.R., O’Ke-efe J.P. Variation in the susceptibility of Bacteroides fragilis group isolates from six Chicago hospitals // Clin. Infect. Dis. — 1993. — 16. — S357-60.
45. Drummond L.I., McCoubrey J., Smith D.G. et al. Changes in sensitivity patterns to selected antibiotics in Closlridium difficile in geriatric inpatients over an 18 month period // J. Med. Microbiol. — 2003. — 52. — 259-63.
46. Aldridge K.E., Ashcraft D., Cambre K. et al. Multicenter survey of the changing in vitro antimicrobial susceptibilities of clinical isolates of Bacteroides fragilis group, Prevotella, Fusobacterium, Porphyromonas, and Peptostreptococcus species // Antimicrob. Agents Chemother. — 2001. — 45. — 1238-43.
47. Hecht D.W., Vedantam G. Anaerobe resistance among anaerobes: what now? // Anaerobe. — 1999. — 5. — 421-9.
48. Jimenez-Diaz A., Reig M., Baquero F., Ballesta J.P. Antibiotic sensitivity of riboso-mes from wildtype and clindamycin resistant Bacteroides vulgatus strains // J. Antimicrob. Chemother. — 1992. — 30. — 295-301.
49. Rasmussen B.A., Bush К., Tally F.P. Antimicrobial resistance in anaerobes // Clin. Infect. Dis. — 1997. — 24. — S110-20.
50. Privitera G., Dublanchet A., Sebald M. Transfer of multiple antibiotic resistance between subspecies of Bacteroides fragilis // Infect. Dis. — 1979. — 139. — 97-101.
51. Welch R.A., Jones K.R., Macrina F.L. Transferable lincosamidemacrolide resistance in Bacteroides // Plasmid. — 1979. — 2. — 261-8.
52. Tally F.P., Snydman D.R., Gorbach S.L., Malamy M.H. Plasmidmediated, transferable resistance to clindamycin and erythromycin in Bacteroides fragilis // Infect. Dis. — 1979. — 139. — 83-8.
53. Golan Y., McDermott L.A., Jacobus N.V. et al. Emergence of fluoroquinolone resistance among Bacteroides species // J. Antimicrob. Chemother. — 2003. — 52. — 208-13.
54. Onodera Y., Sato K. Molecular cloning of the gyrA and gyrB genes of Bacteroides fragilis encoding DNA gyrase // Antimicrob. Agents Chemother. — 1999. — 43. — 2423-9.
55. Oh H., El Amin N., Davies T., Appelbaum P.C., Ediund C. gyrA mutations associated with quinolone resistance in Bacteroides fragilis group strains // Antimicrob. Agents Chemother. — 2001. — 45. — 1977-81.
56. Bachoual R., Dubreuil L., Soussy C.J., Tankovic J. Roles of gyrA mutations in resistance of clinical isolates and in vitro mutants of Bacteroides fragilis to the new fluoroquinolone trovafloxacin // Antimicrob. Agents Chemother. — 2000. — 44. — 1842-5.
57. Oh H., Hedberg M., Ediund C. Effluxmediated fluoroquinolone resistance in the Bacteroides fragilis group // Anae-robe. — 2002. — 8. — 277-82.
58. Ricci V., Piddock L. Accumulation of garenoxacin by Bacteroides fragilis compared with that of five fluoroquinolones // J. Antimicrob. Chemother. — 2003. — 52. — 605-9.
59. Goldstein E.J., Citron D.M., Hudspeth M. et al. In vitro activity of Bay 12-8039, a new 8-methoxyquinolone, compared to the activities of 11 other oral antimicrobial agents against 390 aerobic and anaerobic bacteria isolated from human and animal bite wound skin and soft tissue infections in humans // Antimicrob. Agents Chemother. — 1997. — 41. — 1552-7.
60. Kim M.K., Nightingale C.H. Pharmacokinetics and pharmacodynamics of the fluoroquinolones // The Quinolones / Andriole V.T., ed. — San Diego: Academic Press, 2000. — 169-202.
61. Oliphant C.M., Green G.M. Quinolones: a comprehensive review // Am. Fam. Phys. — 2002. — 65. — 455-464.
62. Goldstein E.J., Citron D.M., War-
ren Y.A. et. al. In vitro activity of moxifloxacin against 923 anaerobes isolated from human intraabdominal infections // Antimicrob. Agents Chemother. — 2006. — 50. — 148-55.
63. Giordano P., Song J., Pertel P. et al. Sequential intravenous/oral moxifloxacin versus intravenous piperacillintazobactam followed by oral amoxicillinclavulanate for the treatment of complicated skin and skin structure infection // Int. J. Antimicrob. Agents. — 2005. — 26. — 357-65.
64. FDA approves moxifloxacin for treatment of complicated intraabdominal infections. Medical News Today. [cited online 02 Dec. 2005]. Available from: URL: http://www.medicalnewstoday.com.
65. Stass H., Kubitza D., Halabi A. et al. Pharmacokinetics of moxifloxacin, a novel 8-methoxyquinolone, in patients with renal dysfunction // Br. J. Clin. Pharmacol. — 2002. — 53. — 232-7.
66. Ednie L.M., Jacobs M.R., Appelbaum P.C. Activities of gatifloxacin compared to those of seven other agents against anaerobic organisms // Antimicrob. Agents. Chemother. — 1998. — 42. — 2059-62.
67. Gatifloxacin information. FDA alert [3/2006 cited online 07 Mar. 2006]. Available from: www.fda.gov/cder/drug/infopage/gatifloxacin/default.htm
68. Jousimies-Sommer H., Summa-nen P., Citron D.M. Overview of current susceptibility patterns // Wadsworth-KTL ana-erobic bacteriology manual. — 6th ed. — Star Publishing Company, 2002. — Р. 143-50.
69. Козлов С.Н. Группа тетрациклинов // Практическое руководство по антиинфекционной химиотерапии / Под ред. Страчунского Л.С., Белоусова Ю.Б., Козлова С.Н. — Моск­ва: Боргес, 2002. — С. 84-5.
70. Hecker M.T., Aron D.C., Patel N.P. et al. Current patterns of misuse with an emphasis on the antianaerobic spectrum of activity // Arch. Intern. Med. — 2003. — 163. — 972-8.
71. Appelbaum P.C. Spangler S.K.,
Jacobs M.R. β-lactamase production and susceptibilities to amoxicillin, amoxicillin-clavulanate, ticarcillin, ticarcillin-clavulanate, cefoxitin, imipenem, and metronidazole of 320 nonBacteroides fragilis Bacteroides isolates and 129 fusobacteria from 28 US centers // Antimicrob. Agents Chemo-ther. — 1990. — 34. — 1546.
72. Finegold S.M. Susceptibility testing of anaerobic bacteria // J. Clin. Microbiol. — 1998. — 26. — 1253.
73. Cuchural G.J., Tally F.P., Jaco-bus N.V. et al. Comparative activities of newer β-lactam agents against members of the Bacteroides fragilis group // Antimicrob. Agents Chemother. — 1990. — 34. — 479.
74. Wexler H.M., Harris B., Car-ter W.T. et al. Six-year retrospective survey of the resistance of Bacteroides fragilis group species to clindamycin and cefoxitin // Diagn. Microbiol. Infect. Dis. — 1986. — 4. — 247.
75. Cuchural G.J., Tally F.P., Jaco-
bus N.Y. et al. Susceptibility of the Bacteroides fragilis group in the United States: Analyses by site of isolation // Antimicrob. Agents Chemother. — 1988. — 32. — 717.
76. Edson R.S., Rosenblatt J.E., Lee D.T. et al. Recent experience with antimicrobial susceptibility of anaerobic bacteria // Mayo Clin. Proc. — 1982. — 57. — 737.
77. Cuchural G.J., Malamy M.H., Tally F.P. β-lactamase-mediated imipe-nem resistance in Bacteroides fragilis // Antimicrob. Agents Chemother. — 1986. — 30. — 645.
78. Groiller G., Mory F., Quentin C. et al. Susceptibility of strict anaerobic bacteria to anaerobic bacteria to antibiotics in France: A multicenter study // Pathol. Biol. — 1984. — 42. — 498.
79. Lamp K.C., Freeman C.D., Klutman N.E. et al. Pharmacokinetics and pharmacodynamics of the nitroimidazole antimicrobials // Clin. Pharmacokinet. — 1999. — 36. — 353-73. 


Back to issue