Інформація призначена тільки для фахівців сфери охорони здоров'я, осіб,
які мають вищу або середню спеціальну медичну освіту.

Підтвердіть, що Ви є фахівцем у сфері охорони здоров'я.

"Child`s Health" Том 15, №5, 2020

Back to issue

Nucleases that degrade extracellular DNA of bacterial biofilms

Authors: Абатуров А.Е.
ГУ «Днепропетровская медицинская академия МЗ Украины», г. Днепр, Украина

Categories: Pediatrics/Neonatology

Sections: Specialist manual

print version


Summary

Позаклітинна бактеріальна ДНК (eDNA) бере активну участь у формуванні та життєдіяльності біоплівок, виступаючи як основний структурний компонент матриксу. Вивільнення eDNA в континуум біоплівки здійснюється за рахунок лізису бактеріальних клітин і активної секреції лізис-незалежним механізмом. Молекули eDNA наявні у видоспецифічних кількостях у біоплівках різних мікроорганізмів та організовані у вигляді чітких морфологічних утворень, що формують сітчасті структури або ниткоподібні мережі. Значущість eDNA у підтримці стабільності матриксу є особливо високою в ранній стадії розвитку біоплівки. У біоплівках eDNA бере участь як фактор, що сприяє адгезії бактерій, утворенню біоплівки і продукції позаклітинного матриксу; як структурний компонент у забезпеченні стабільності матриксу; як субстрат процесу перенесення генів шляхом трансформації компетентних сестринських бактерій; як нутрієнт і як протекторний фактор бактерій біоплівки. Зниження вмісту eDNA дестабілізує матрикс, що дозволяє вивільнити бактерії з біоплівок і, як наслідок, підвищити чутливість патогенів до дій антибактеріальних засобів. Розщеплення молекул eDNA ДНКазою є одним із шляхів деградації матриксу біоплівок і подолання бактеріальної антибіотикорезистентності, пов’язаної з формуванням біоплівок. Показано, що ДНКази, зокрема ДНКаза I, ДНКаза 1L2, нуклеаза NucB, досить ефективно руйнують «молоді» біоплівки різних грамнегативних і грампозитивних бактерій. Сьогодні ДНКази розглядаються як можливі моделі майбутніх антибіоплівкових лікарських засобів. З огляду на відсутність довготривалої активності й обмежену глибину проникнення при диспергуванні біоплівок даних засобів розроблений і синтезований нанотехнологічний ДНК-міметичний штучний фермент, що має високий рівень ДНКаза-подібної антибіоплівкової активності. У клінічній практиці при лікуванні інфекцій у хворих на муковісцидоз успішно використовується високоочищена людська рекомбінантна ДНКаза I — дорназа альфа.

Внеклеточная бактериальная ДНК (eDNA) принимает активное участие в формировании и жизнедеятельности биопленок, выступая в качестве основного структурного компонента матрикса. Высвобождение eDNA в континуум биопленки осуществляется за счет лизиса бактериальных клеток и активной секреции лизис-независимым механизмом. Молекулы eDNA присутствуют в видоспецифических количествах в биопленках разных микроорганизмов и организованы в виде четких морфологических образований, формирующих сетчатые структуры или нитевидные сети. Значимость eDNA в поддержании стабильности матрикса особенно высока на ранних стадиях развития биопленки. В биопленках eDNA участвует как фактор, способствующий адгезии бактерий, образованию биопленки и продукции внеклеточного матрикса; как структурный компонент в обеспечении стабильности матрикса; как субстрат процесса переноса генов посредством трансформации компетентных сестринских бактерий; как нутриент и как протекторный фактор бактерий биопленок. Снижение содержания eDNA дестабилизирует матрикс, что способствует высвобождению бактерий из биопленок и, как следствие, повышению чувствительности патогенов к действию антибактериальных средств. Расщепление молекул eDNA ДНКазой представляет собой один из путей деградации матрикса биопленок и преодоления бактериальной антибиотикорезистентности, связанной с формированием биопленок. Показано, что ДНКазы, в частности ДНКаза I, ДНКаза 1L2, нуклеаза NucB, достаточно эффективно разрушают «молодые» биопленки различных грамотрицательных и грамположительных бактерий. В настоящее время ДНКазы рассматриваются как возможные модели будущих антибиопленочных лекарственных средств. Ввиду отсутствия долгосрочной активности и ограниченной глубины проникновения при диспергировании биопленок данных препаратов разработан и синтезирован нанотехнологический ДНК-миметический искусственный фермент, который обладает высоким уровнем ДНКаза-подобной антибиопленочной активности. В клинической практике при лечении инфекций у больных с муковисцидозом успешно используется высокоочищенная человеческая рекомбинантная ДНКаза I — дорназа альфа.

Extracellular bacterial DNA (eDNA) is actively involved in the formation and vital activity of biofilms, acting as a major structural component of the matrix. The release of eDNA into the biofilm continuum is due to bacterial cell lysis and active secretion by a lysis-independent mechanism. Molecules of eDNA are present in species-specific amounts in biofilms of different microorganisms and are organized as clear morphological formations forming mesh structures or filamentous networks. The importance of eDNA in maintaining matrix stability is particularly high in the early stages of biofilm development. EDNA is involved in biofilms: as a factor contributing to bacterial adhesion, biofilm formation, and extracellular matrix production; as a structural component in ensuring matrix stability; as a substrate for the process of gene transfer through transformation of competent sister bacteria; as a nutrient and as a protective factor of bacterial biofilms. Reducing the content of eDNA destabilizes the matrix, which promotes the release of bacteria from biofilms and, as a consequence, increases the sensitivity of pathogens to the action of antibacterial agents. Clea­vage of eDNA molecules by DNase is one of the ways of degradation of the biofilm matrix and overcoming bacterial antibiotic resistance associated with biofilm formation. It has been shown that DNases, in particular DNase I, DNase 1L2, NucB nuclease, effectively destroy young biofilms of different Gram-negative and Gram-positive bacteria. Currently, DNases are considered as possible models of future antibiofilm drugs. Given the lack of long-term activity and the limited depth of penetration in the dispersion of biofilms of these drugs, a nanotechnological DNA mimetic artificial enzyme was developed and synthesized, which has a high level of DNase-like antibiofilm activity. In the clinical practice, highly purified human recombinant DNase I — dornase alpha — is being successfully used in the treatment of infections in patients with cystic fibrosis.


Keywords

бактеріальні біоплівки; диспергування; ДНКази

бактериальные биопленки; диспергирование; ДНКазы

bacterial biofilms; dispersion; DNases


For the full article you need to subscribe to the magazine.


Bibliography

1. Arenas J., Tommassen J. Meningococcal Biofilm Formation: Let’s Stick Together. Trends Microbiol. 2017 Feb. 25(2). 113-124. doi: 10.1016/j.tim.2016.09.005.

2. Chen Z., Ji H., Liu C. et al. A Multinuclear Metal Complex Based DNase-Mimetic Artificial Enzyme: Matrix Cleavage for Combating Bacterial Biofilms. Angew Chem. Int. Ed. Engl. 2016 Aug 26. 55(36). 10732-6. doi: 10.1002/anie.201605296.

3. Chen Z., Wang Z., Ren J., Qu X. Enzyme Mimicry for Combating Bacteria and Biofilms. Acc. Chem. Res. 2018 Mar 20. 51(3). 789-799. doi: 10.1021/acs.accounts.8b00011.

4. Chiang W.C., Nilsson M., Jensen P.Ø. et al. Extracellular DNA shields against aminoglycosides in Pseudomonas aeruginosa biofilms. Antimicrob. Agents Chemother. 2013 May. 57(5). 2352-61. doi: 10.1128/AAC.00001-13.

5. Das T., Sehar S., Koop L. et al. Influence of calcium in extracellular DNA mediated bacterial aggregation and biofilm formation. PLoS One. 2014 Mar 20. 9(3). e91935. doi: 10.1371/journal.pone.0091935.

6. Das T., Sharma P.K., Busscher H.J. et al. Role of extracellular DNA in initial bacterial adhesion and surface aggregation. Appl. Environ. Microbiol. 2010 May. 76(10). 3405-8. doi: 10.1128/AEM.03119-09.

7. Eckhart L., Fischer H., Barken K.B. et al. DNase1L2 suppresses biofilm formation by Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus. Br. J. Dermatol. 2007 Jun. 156(6). 1342-5.

8. Fleming D., Rumbaugh K.P. Approaches to Dispersing Medical Biofilms. Microorganisms. 2017 Apr 1. 5(2). pii: E15. doi: 10.3390/microorganisms5020015.

9. Flemming H.C., Wingender J., Szewzyk U. et al. Biofilms: an emergent form of bacterial life. Nat. Rev. Microbiol. 2016 Aug 11. 14(9). 563-75. doi: 10.1038/nrmicro.2016.94.

10. Flemming H.C., Wingender J. The biofilm matrix. Nat. Rev. Microbiol. 2010 Sep. 8(9). 623-33. doi: 10.1038/nrmicro2415.

11. Gbejuade H.O., Lovering A.M., Webb J.C. The role of microbial biofilms in prosthetic joint infections. Acta Orthop. 2015 Apr. 86(2). 147-58. doi: 10.3109/17453674.2014.966290.

12. Gloag E.S., Elbadawi C., Zachreson C.J. et al. Micro-Patterned Surfaces That Exploit Stigmergy to Inhibit Biofilm Expansion. Front. Microbiol. 2017 Jan 23. 7. 2157. doi: 10.3389/fmicb.2016.02157.

13. Gloag E.S., Turnbull L., Huang A. et al. Self-organization of bacterial biofilms is facilitated by extracellular DNA. Proc. Natl. Acad. Sci U S A. 2013 Jul 9. 110(28). 11541-6. doi: 10.1073/pnas.1218898110.

14. Goodman S.D., Obergfell K.P., Jurcisek J.A. et al. Biofilms can be dispersed by focusing the immune system on a common family of bacterial nucleoid-associated proteins. Mucosal. Immunol. 2011 Nov. 4(6). 625-37. doi: 10.1038/mi.2011.27.

15. Ibáñez de Aldecoa A.L., Zafra O., González-Pastor J.E. Mechanisms and Regulation of Extracellular DNA Release and Its Biological Roles in Microbial Communities. Front. Microbiol. 2017 Jul 26. 8. 1390. doi: 10.3389/fmicb.2017.01390.

16. Jennings L.K., Storek K.M., Ledvina H.E. et al. Pel is a cationic exopolysaccharide that cross-links extracellular DNA in the Pseudomonas aeruginosa biofilm matrix. Proc. Natl. Acad. Sci U S A. 2015 Sep 8. 112(36). 11353-8. doi: 10.1073/pnas.1503058112.

17. Kaplan J.B. Biofilm matrix-degrading enzymes. Methods Mol. Biol. 2014. 1147. 203-13. doi: 10.1007/978-1-4939-0467-9_14.

18. Lennon J.T. Diversity and metabolism of marine bacteria cultivated on dissolved DNA. Appl. Environ. Microbiol. 2007 May. 73(9). 2799-805. doi: 10.1128/AEM.02674-06.

19. Li X.H., Lee J.H. Antibiofilm agents: A new perspective for antimicrobial strategy. J. Microbiol. 2017 Oct. 55(10). 753-766. doi: 10.1007/s12275-017-7274-x.

20. Liu J., Sun L., Liu W. et al. A Nuclease from Streptococcus mutans Facilitates Biofilm Dispersal and Escape from Killing by Neutrophil Extracellular Traps. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2017 Mar 28. 7. 97. doi: 10.3389/fcimb.2017.00097.

21. Marmont L.S., Whitfield G.B., Rich J.D. et al. PelA and PelB proteins form a modification and secretion complex essential for Pel polysaccharide-dependent biofilm formation in Pseudomonas aeruginosa. J. Biol. Chem. 2017 Nov 24. 292(47). 19411-19422. doi: 10.1074/jbc.M117.812842.

22. Merod R.T., Wuertz S. Extracellular polymeric substance architecture influences natural genetic transformation of Acinetobacter baylyi in biofilms. Appl. Environ. Microbiol. 2014 Dec. 80(24). 7752-7. doi: 10.1128/AEM.01984-14.

23. Moormeier D.E., Bose J.L., Horswill A.R., Bayles K.W. Temporal and stochastic control of Staphylococcus aureus biofilm development. MBio. 2014 Oct 14. 5(5). e01341-14. doi: 10.1128/mBio.01341-14.

24. Nagler M., Insam H., Pietramellara G., Ascher-Jenull J. Extracellular DNA in natural environments: features, relevance and applications. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2018 Aug. 102(15). 6343-6356. doi: 10.1007/s00253-018-9120-4.

25. Nair A., Perry A., Perry J.D., Gould F.K., Samuel J. In vitro effects of combined iron chelation, antibiotics and matrix disruption on clinical isolates of Pseudomonas aeruginosa. J. Antimicrob. Chemother. 2019 Dec 17. pii: dkz505. doi: 10.1093/jac/dkz505.

26. Nemoto K., Hirota K., Murakami K. et al. Effect of Varidase (streptodornase) on biofilm formed by Pseudomonas aeruginosa. Chemotherapy. 2003 Jun. 49(3). 121-5. doi: 10.1159/000070617.

27. Nijland R., Hall M.J., Burgess J.G. Dispersal of biofilms by secreted, matrix degrading, bacterial DNase. PLoS One. 2010 Dec 14. 5(12). e15668. doi: 10.1371/journal.pone.0015668.

28. Okshevsky M., Meyer R.L. The role of extracellular DNA in the establishment, maintenance and perpetuation of bacterial biofilms. Crit. Rev. Microbiol. 2015. 41(3). 341-52. doi: 10.3109/1040841X.2013.841639.

29. Okshevsky M., Regina V.R., Meyer R.L. Extracellular DNA as a target for biofilm control. Curr. Opin. Biotechnol. 2015 Jun. 33. 73-80. doi: 10.1016/j.copbio.2014.12.002.

30. Piepenbrink K.H. DNA Uptake by Type IV Filaments. Front. Mol. Biosci. 2019 Feb 5. 6. 1. doi: 10.3389/fmolb.2019.00001.

31. Rose S., Bermudez L.E. Identification of Bicarbonate as a Trigger and Genes Involved with Extracellular DNA Export in Mycobacterial Biofilms. MBio. 2016 Dec 6. 7(6). pii: e01597-16. doi: 10.1128/mBio.01597-16.

32. Salter I. Seasonal variability in the persistence of dissolved environmental DNA (eDNA) in a marine system: The role of microbial nutrient limitation. PLoS One. 2018 Feb 23. 13(2). e0192409. doi: 10.1371/journal.pone.0192409.

33. Senpuku H., Mohri S., Mihara M. et al. Effects of 7S globulin 3 derived from the adzuki bean [Vigna angularis] on the CSPand eDNAdependent biofilm formation of Streptococcus mutans. Arch. Oral. Biol. 2019 Jun. 102. 256-265. doi: 10.1016/j.archoralbio.2019.04.010.

34. Seper A., Fengler V.H., Roier S. et al. Extracellular nucleases and extracellular DNA play important roles in Vibrio cholerae biofilm formation. Mol. Microbiol. 2011 Nov. 82(4). 1015-37. doi: 10.1111/j.1365-2958.2011.07867.x.

35. Sharma P., Garg N., Sharma A., Capalash N., Singh R. Nucleases of bacterial pathogens as virulence factors, therapeutic targets and diagnostic markers. Int. J. Med. Microbiol. 2019 Dec. 309(8). 151354. doi: 10.1016/j.ijmm.2019.1.

36. Shields R.C., Mokhtar N., Ford M. et al. Efficacy of a marine bacterial nuclease against biofilm forming microorganisms isolated from chronic rhinosinusitis. PLoS One. 2013. 8(2). e55339. doi: 10.1371/journal.pone.0055339.

37. Southern K.W., Clancy J.P., Ranganathan S. Aerosolized agents for airway clearance in cystic fibrosis. Pediatr. Pulmonol. 2019 Jun. 54(6). 858-864. doi: 10.1002/ppul.24306.

38. Tan A., Li W.S., Verderosa A.D. et al. Moraxella catarrhalis NucM is an entry nuclease involved in extracellular DNA and RNA degradation, cell competence and biofilm scaffolding. Sci Rep. 2019 Feb 22. 9(1). 2579. doi: 10.1038/s41598-019-39374-0.

39. Tetz V., Tetz G. Bacterial DNA induces the formation of heat-resistant disease-associated proteins in human plasma. Sci Rep. 2019 Nov 29. 9(1). 17995. doi: 10.1038/s41598-019-54618-9.

40. Ueki M., Takeshita H., Kimura-Kataoka K. et al. Identification of functional SNPs potentially served as a genetic risk factor for the pathogenesis of parakeratosis in the gene encoding human deoxyribonuclease I-like 2 (DNase 1L2) implicated in terminal differentiation of keratinocytes. Gene. 2015 Apr 25. 561(1). 15-22. doi: 10.1016/j.gene.2015.01.006.

41. Vorkapic D., Pressler K., Schild S. Multifaceted roles of extracellular DNA in bacterial physiology. Curr. Genet. 2016 Feb. 62(1). 71-9. doi: 10.1007/s00294-015-0514-x.

42. Wagener J.S., Kupfer O. Dornase alfa (Pulmozyme). Curr. Opin. Pulm. Med. 2012 Nov. 18(6). 609-14. doi: 10.1097/MCP.0b013e328358d51f.

43. Whitchurch C.B., Tolker-Nielsen T., Ragas P.C., Mattick J.S. Extracellular DNA required for bacterial biofilm formation. Science. 2002 Feb 22. 295(5559). 1487.

44. Yang C., Chilvers M., Montgomery M., Nolan S.J. Dornase alfa for cystic fibrosis. Cochrane Database Syst. Rev. 2016 Apr 4. 4. CD001127. doi: 10.1002/14651858.CD001127.pub3.

45. Yang C., Montgomery M. Dornase alfa for cystic fibrosis. Cochrane Database Syst. Rev. 2018 Sep 6. 9. CD001127. doi: 10.1002/14651858.CD001127.pub4.

46. Ye J., Shao C., Zhang X. et al. Effects of DNase I coating of titanium on bacteria adhesion and biofilm formation. Mater. Sci. Eng. C Mater. Biol. Appl. 2017 Sep 1. 78. 738-747. doi: 10.1016/j.msec.2017.04.078.

47. Zhu X., Dordet-Frisoni E., Gillard L. et al. Extracellular DNA: A Nutritional Trigger of Mycoplasma bovis Cytotoxicity. Front. Microbiol. 2019 Nov 29. 10. 2753. doi: 10.3389/fmicb.2019.02753.

Similar articles

Polysaccharide-degrading enzymes as agents dispersing bacterial biofilms
Authors: Абатуров А.Е.
ГУ «Днепропетровская медицинская академия МЗ Украины», г. Днепр, Украина

"Child`s Health" Том 15, №4, 2020
Date: 2020.08.20
Categories: Pediatrics/Neonatology
Sections: Specialist manual
Dispersion of bacterial biofilm and chronization of respiratory tract infection
Authors: Абатуров А.Е.(1), Крючко Т.А.(2)
(1) — ГУ «Днепропетровская медицинская академия МЗ Украины», г. Днепр, Украина
(2) — ВГУЗУ «Украинская медицинская стоматологическая академия», г. Полтава, Украина

"Child`s Health" Том 14, №5, 2019
Date: 2019.09.18
Categories: Pediatrics/Neonatology
Sections: Specialist manual
Antibiofilm therapy in the treatment of respiratory infectious diseases caused  by bacterial pathogens
Authors: Абатуров А.Е.(1), Крючко Т.А.(2)
(1) — ГУ «Днепропетровская медицинская академия МЗ Украины», г. Днепр, Украина
(2) — ВГУЗУ «Украинская медицинская стоматологическая академия», г. Полтава, Украина

"Child`s Health" Том 13, №7, 2018
Date: 2018.12.18
Categories: Pediatrics/Neonatology
Sections: Specialist manual
Proteases that degrade the biofilm matrix
Authors: Абатуров А.Е.
ГУ «Днепропетровская медицинская академия МЗ Украины», г. Днепр, Украина

"Child`s Health" Том 15, №3, 2020
Date: 2020.06.07
Categories: Pediatrics/Neonatology
Sections: Specialist manual

Back to issue